Применение органических флуорофоров в разработке систем доставки лекарственных средств на основе синтетических и природных полимеров

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Использование флуоресцентных меток представляет собой удобный метод исследования взаимодействия наночастиц с клетками живой материи. Многие исследования, доказывающие быстрое и эффективное поглощение наночастиц клетками, основаны на микроскопических наблюдениях за наночастицами, содержащими флуоресцентные маркеры. Такие методы позволяют изучать не только качественное, но и количественное изменение интенсивности флуоресценции при введении систем доставки в организм. Синтетические красители могут быть интегрированы в структуру полимера (полилактида или модифицированной гиалуроновой кислоты) в процессе получения наночастиц с флуоресцентным маркером, без образования новых химических связей между флуорофором и наночастицей. Однако отслеживание таких систем часто оказывается неэффективным из-за плохой растворимости и диффузии компонентов в биологической среде. Введение флуоресцентных меток с помощью химической модификации функциональных групп полимеров красителями представляется значительно более перспективной альтернативой, так как позволяет получать прочные конъюгаты, которые служат маркерами самой системы. Кроме того, ковалентное связывание флуорофора с полимером позволяет решить такие проблемы, как неточность локализации, связанной с высвобождением метки из наночастицы, и дальнейшее ее проникновение в нецелевые клетки и органеллы.

В данной работе представлен подробный критический обзор методов введения и используемых классов флуоресцентных маркеров для модификации полимеров, на основе молочной, гликолевой и гиалуроновой кислот, используемых для доставки лекарственных средств.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Д. Ю. Юрьев

Российский химико-технологический университет им. Д.И. Менделеева

Автор, ответственный за переписку.
Email: iurev.d.i@muctr.ru
Россия, 125047 Москва, Миусская пл. 9

С. В. Ткаченко

Российский химико-технологический университет им. Д.И. Менделеева

Email: iurev.d.i@muctr.ru
Россия, 125047 Москва, Миусская пл. 9

А. Г. Поливанова

Российский химико-технологический университет им. Д.И. Менделеева

Email: iurev.d.i@muctr.ru
Россия, 125047 Москва, Миусская пл. 9

Ю. К. Крыщенко

Российский химико-технологический университет им. Д.И. Менделеева

Email: iurev.d.i@muctr.ru
Россия, 125047 Москва, Миусская пл. 9

М. С. Ощепков

Российский химико-технологический университет им. Д.И. Менделеева

Email: iurev.d.i@muctr.ru
Россия, 125047 Москва, Миусская пл. 9

Список литературы

  1. Zhou J., Ren T.-B., Yuan L. // Chin. Chem. Lett. 2024. V. 123. P. 110644–110655. https://doi.org/10.1016/j.cclet.2024.110644
  2. Zhang M., Jin L., Zhu Y., Kou J., Liu B., Chen J., Zhong X., Wu X., Zhang J., Ren W. // Chin. Chem. Lett. 2024. V. 34. P.110772–110780. https://doi.org/10.1016/j.cclet.2024.110772
  3. Wu P., Zuo J., Han Z., Peng X., He Z., Yin W., Feng H., Zhu E., Rao Y., Qian Z. // Biosens. Bioelectron. 2025. V. 271. P. 117039–117050. https://doi.org/10.1016/j.bios.2024.117039
  4. Mei Y., Pan X., Pan J., Zhang M., Shen H. // J. Mol. Struct. 2022. V. 1248. P. 131358–131370. https://doi.org/10.1016/j.molstruc.2021.131358
  5. Oshchepkov M., Tkachenko S., Popov K., Semyonkin A., Yuriev D., Solovieva I., Melnikov P., Malinovskaya J.A., Oshchepkov A., 2024. V. 231. P. 112386– 112397. https://doi.org/10.1016/j.dyepig.2024.112386
  6. Li X. // ACS Nano. 2022. V. 16. P. 5778–5794. https://doi.org/10.1021/acsnano.1c10892
  7. Xie Q. // ACS Appl. Bio Mater. 2022. V. 5. P. 711–722. https://doi.org/10.1021/acsabm.1c01139
  8. Yue Y., Zhao T., Wang Y., Ma. K. // Chemical Science. 2022. V. 1. P. 218–224. https://doi.org/10.1039/D1SC05484H
  9. Patterson K.N., Romero-Reyes M.A., Heemstra J.M. // ACS Omega. 2022. V. 7. P. 33046–33053. https://doi.org/10.1021/acsomega.2c03085
  10. Sharick J.T., Atieh A.J., Gooch K.J., Leigh J.K. // J. Biomed. Material. 2023. V. 111. P. 389–403. https://doi.org/10.1002/jbm.a.37460
  11. Khan M.I. // ACS Appl. Bio Mater. 2022. V. 5. P. 971– 1012. https://doi.org/10.1021/acsabm.2c00002
  12. Liu R. // Chin. Chem. Lett. 2023. V. 34. P. 107518– 107530. https://doi.org/10.1016/j.cclet.2022.05.032
  13. Liu P., Chen G., Zhang J. // Molecules. 2022. V. 27. P. 1372–1385. https://doi.org/10.3390/molecules27041372
  14. Pardeshi S.R., Nikam A., Chandak P., Mandale V., Naik J.B. // Int. J. Polymer. Mat. Polymer. Biomat. 2023. V. 72. P. 49–78. https://doi.org/10.1080/00914037.2021.1985495
  15. Makalew B.A., Abrori S.A. // OpenNano. 2025. V. 21. P. 100225–100241. https://doi.org/10.1016/j.onano.2024.100225
  16. Hou R., Zeng J., Sun H. // Allergy Med. 2025. V. 3. P. 100028–10050. https://doi.org/10.1016/j.allmed.2024.100028
  17. Sun B., Li R., Ji N., Liu H., Wang H., Chen C., Bai L., Su J., Chen J. // Mater. Today Bio. 2025. V. 30. P. 101443–101457. https://doi.org/10.1016/j.mtbio.2025.101443
  18. Malinovskaya J. // Int. J. Mol. Sci. 2023. V. 24. P. 627–651. https://doi.org/10.3390/ijms24010627
  19. El-Hammadi M.M., Arias J.L. // Nanomaterials. 2022. V. 12. P. 354–370. https://doi.org/10.3390/nano12030354
  20. Zashikhina N. // Polymers. 2022. V. 14. P. 1677– 1690. https://doi.org/10.3390/polym14091677
  21. Zielińska A. // Molecules. 2020. V. 25. P. 3731–3746. https://doi.org/10.3390/molecules25163731
  22. Kaffashi B., Davoodi S., Oliaei E. // Int. J. Pharm. 2016. V. 508. P. 10–21. https://doi.org/10.1016/j.ijpharm.2016.05.009
  23. J. Bujdák. // Springer. 2017. P. 419–465
  24. Oshchepkov A. // Adv. Opt. Mater. 2021. V. 9. P. 2001913. https://doi.org/10.1002/adom.202001913
  25. Oshchepkov M. // Mendeleev Commun. 2020. V. 30. P. 747–749. https://doi.org/10.1016/j.mencom.2020.11.019
  26. Teska P.J., Qutaishat S. // Am. J. Infect. Control. 2014. V. 42. S46. https://doi.org/10.1016/j.ajic.2014.03.120
  27. Wang C. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2019. V. 116. P. 15817–15822. https://doi.org/10.1073/pnas.1905924116
  28. Lakowicz J.R. // Boston, MA: Springer US. 2006. P. 27–61.
  29. Robin M., O’Reilly R. // Polym. Int. 2014. V. 64. P. 174–182. https://doi.org/10.1002/pi.4842
  30. Mchedlov-Petrossyan N., Cheipesh T., Roshal A. // J. Physical Chem. 2019. V. 123. P. 88860–8870. https://doi.org/10.1021/acs.jpca.9b05812
  31. Russin T., Altinoglu E., Adair J. // J. Phys. Conden. Matter. 2010. V. 22. P. 334217–33429. https://doi.org/10.1088/0953-8984/22/33/334217
  32. Klehs K., Spahn C., Endesfelder U. // Chemphyschem. 2014. V. 15. P. 637–741. https://doi.org/10.1002/cphc.201300874
  33. Ulrich G., Ziessel R. // Angewandte Chem. Internat. Ed. 2008. V. 47. P. 1184–1201. https://doi.org/10.1002/anie.200702070
  34. Zhou Q., Zhou M., Wei Y. // Physical Chem. Chem. Physics. 2017. V. 2. P. 1516–1525. https://doi.org/10.1039/C6CP06897A
  35. Geng J. // Small Weinh. Bergstr. Ger. 2013. V. 9. P. 2012–2019. https://doi.org/10.1002/smll.201202505
  36. Li K., Qin W., Ding D. // Sci. Rep. 2013. V. 3. P. 115001164. https://doi.org/10.1038/srep01150
  37. Zheng Q., Lavis L.D. // Curr. Opin. Chem. Biol. 2017. V. 39. P. 32–38. https://doi.org/10.1016/j.cbpa.2017.04.017
  38. Berlier J. E., Rothe A., Buller G. // J. Histochem. Cytochem. 2003. V. 51. P. 1699–1712. https://doi.org/10.1177/002215540305101214
  39. Surya N., Bhattacharyya S. // Pharmacy & Pharmacol. 2021. V. 9. P. 334–345. https://doi.org/10.19163/2307-9266-2021-9-5-334-345
  40. Zambaux M.F. // J. Control. Release Off. J. Control. Release Soc. 1998. V. 50. P. 31–40. https://doi.org/10.1016/s0168-3659(97)00106-5
  41. Gentile P., Chiono V., Carmagnola I., Hatton P.V. // Int. J. Mol. Sci. 2014. V. 15. P. 3640–3659. https://doi.org/10.3390/ijms15033640
  42. Lü J.-M. // Exp. Rev. Mol. Diagn. 2009. V. 9. P. 325–341. https://doi.org/10.1586/erm.09.15
  43. Li S., Johnson J., Peck A., Xie Q. // J. Transl. Med. 2017. V. 15. P. 561–673. https://doi.org/10.1186/s12967-016-1115-2
  44. Palao-Suay R. // Acta Biomater. 2017. V. 57. P. 70– 84. https://doi.org/10.1016/j.actbio.2017.05.028
  45. Yuan A. // Biomaterials. 2015. V. 51. P. 184–193. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2015.01.069
  46. Xu P. // Mol. Pharm. 2009. V. 6. P. 190–201. https://doi.org/10.1021/mp800137z
  47. Freichels H., Danhier F., Préat V., Lecomte P., Jérôme C. // Int. J. Artif. Organs. 2011. V. 34. P. 152–160. https://doi.org/10.5301/ijao.2011.6420
  48. Bou S., Klymchenko A.S., Collot M. // Mater. Adv. 2021. V. 2. P. 3213–3233. https://doi.org/10.1039/D1MA00110H
  49. Mendoza G. // Nanoscale. 2018. V. 10. P. 2970–2982. https://doi.org/10.1039/C7NR07345C
  50. Reul R. // Polym. Chem. 2012. V. 3. P. 694–702. https://doi.org/10.1039/C2PY00520D
  51. Lin, W. // Int. J. Nanomedicine. 2021. V. 16. P. 2775– 2787. https://doi.org/10.2147/IJN.S301552
  52. Zhu W., Li H., Wan A., Liu L. // J. Fluoresc. 2017. V. 27. P. 287–292. https://doi.org/10.1007/s10895-016-1956-3
  53. Alwattar A. // Polym. Int. 2019. V. 68. P. 360–368. https://doi.org/10.1002/pi.5712
  54. Hohrenk L.L. // Anal. Chem. 2020. V. 92. P. 1898–1907. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.9b04095
  55. Thomsen T., Ayoub A.B., Psaltis D., Klok H.-A. // Biomacromolecules. 2021. V. 22. P. 190–200. https://doi.org/10.1021/acs.biomac.0c00969
  56. Choi K.Y., Saravanakumar G., Park J.H., Park K. // Colloids Surf. B Biointerfaces. 2012. V. 99. P. 82–94. https://doi.org/10.1016/j.colsurfb.2011.10.029
  57. Ossipov D.A. // Exp. Opin. Drug Deliv. 2010. V. 7. P. 681–703. https://doi.org/10.1517/17425241003730399
  58. Saravanakumar G. // J. Control. Release. 2009. V. 140. P. 210–217. https://doi.org/10.1016/j.jconrel.2009.06.015
  59. Sun P., Zhang Y., Shi L., Gan Z. // Macromol. Biosci. 2010. V. 10. P. 621–631. https://doi.org/10.1002/mabi.200900434
  60. Toole B.P. // Clin. Cancer Res. 2009. V. 15. P. 7462– 7468. https://doi.org/10.1158/1078-0432.CCR-09-0479
  61. Misra S. // FEBS J. 2011. V. 278. P. 1429–1443. https://doi.org/10.1111/j.1742-4658.2011.08071.x
  62. McBride W.H., Bard J.B. // J. Exp. Med. 1979. V. 149. P. 507–515. https://doi.org/10.1084/jem.149.2.507
  63. Cerroni B., Chiessi E., Margheritelli S., Oddo L., Paradossi G. // Biomacromolecules. 2011. V. 12. P. 593–601. https://doi.org/10.1084/jem.149.2.507
  64. Qhattal H.S.S., Liu X. // Mol. Pharm. 2011. V. 8. P. 1233–1246. https://doi.org/10.1021/mp2000428
  65. Achbergerová E. // Carbohydr. Polym. 2018. V. 198. P. 339–347. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2018.06.082
  66. Choi K.Y. // Biomaterials. 2010. V. 31. P. 106–114. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2009.09.030
  67. Kelkar S.S., Hill T.K., Marini F.C., Mohs A.M. // Acta Biomater. 2016. V. 36. P. 112–121. https://doi.org/10.1016/j.actbio.2016.03.024
  68. Cho H.-J. // Biomaterials. 2011. V. 32. P. 7181– 7190. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2011.06.028
  69. Zhao L. // J. Pharm. Biomed. Anal. 2009. V. 49. P. 989–996. https://doi.org/10.1016/j.jpba.2009.01.016
  70. Huang Y. // ACS Appl. Mater. Interfaces. 2015. V. 7. P. 21529–21537. https://doi.org/10.1021/acsami.5b06799
  71. Zhao X., Jia X., Liu L. // Biomacromolecules. 2016. V. 17. P. 1496–1505. https://doi.org/10.1021/acs.biomac.6b00102
  72. Li S., Zhang J., Deng C. // ACS Appl. Mater. Interfaces. 2016. V. 8. P. 21155–21162. https://doi.org/10.1021/acsami.6b05775
  73. Shi H. // J. Mater. Chem B. 2015. V. 4. P. 113–120. https://doi.org/10.1039/C5TB02041G
  74. Beldman T.J. // ACS Nano. 2017. V. 11. P. 5785–5799. https://doi.org/10.1021/acsnano.7b01385
  75. Wang H. // Talanta. 2017. V. 171. P. 8–15. https://doi.org/10.1016/j.talanta.2017.04.046
  76. Qi B. // Theranostics. 2020. V. 10. P. 3413–3429. https://doi.org/10.7150/thno.40688
  77. Lin C.-J. // Biomaterials. 2016. V. 90. P. 12–26. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2016.03.005
  78. Li K. // Biomaterials. 2015. V. 39. P. 131–144. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2014.10.073
  79. Quagliariello V. // Mater. Sci. Eng. C. 2021. V. 131. P. 112475. https://doi.org/10.1016/j.msec.2021.112475
  80. Yan K., Feng Y., Gao K., Shi X. // J. Colloid Interface Sci. Academic Press. 2022. V. 606. P. 1586–1596. https://doi.org/10.1016/j.jcis.2021.08.129
  81. Zheng Z., Long X., Chen H. // Sec. Nanobiotechnology. 2022. V. 9. P. 151–160. https://doi.org/10.3389/fmolb.2022.845179

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Сополимеризация PLGA методом раскрытия цикла.

Скачать (75KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Структурные формулы соединений, упоминаемых в обзоре.

Скачать (430KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Ковалентная модификация PLGA производными 1,8-нафталимида.

Скачать (135KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Конфокальная визуализация клеток 4T1 после инкубации с наночастицами PLGA-III. (а) – Совмещенное изображение; (б) – наночастицы PLGA-III; (в) – лизосомы, окрашенные LysoTracker Red DND-99.

Скачать (629KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Способы ковалентной модификации структуры ГК флуоресцентными маркерами.

Скачать (165KB)
Метаданные
7. Рис. 6. (а) – Процесс конъюгации ГК с 5β-холановой кислотой и красителем Cy5.5 (Cy5.5 ГК); (б) – процесс конъюгации гидрофобизированной 5β-холановой кислотой ГК с красителем Су7.5.

Скачать (658KB)
Метаданные
8. Рис. 7. Модификация ГК церамидом.

Скачать (552KB)
Метаданные
9. Рис. 8. Схема синтеза коньюгата ГК с флуоресцентным полимером (PFEP).

Скачать (241KB)
Метаданные
10. Рис. 9. Схема модификации фолиевой кислоты и флуоресцентного маркера этилендиамином, и введение их в состав ГК.

Скачать (376KB)
Метаданные
11. Рис. 10. Схема модификации ГК для доставки цитохрома С.

Скачать (265KB)
Метаданные
12. Рис. 11. Схема синтеза ГК, содержащей дийодстирол-BODIPY.

Скачать (215KB)
Метаданные
13. Рис. 12. Модифицированние ГК холановой кислотой (CA).

Скачать (262KB)
Метаданные
14. Рис. 13. Схема синтеза ГК, модифицированной циклодекстрином (CD) и амантадин-модифицированными агентами (Gd–DOTA и цианиновый краситель Cy7).

Скачать (404KB)
Метаданные
15. Рис. 14. Схема синтеза ГК, модифицированной олеиновой кислотой и ципатом.

Скачать (584KB)
Метаданные
16. Рис. 15. Схема синтеза конъюгатов ГК c флуоресцентными красителями Су7.5 и IRDye800.

Скачать (538KB)
Метаданные
17. Рис. 16. Схема синтеза наночастиц ГК с пептидом и доксорубицином.

Скачать (515KB)
Метаданные
18. Рис. 17. Получение борированного флуоресцентно меченного производного ГК для контролируемой доставки кверцетина.

Скачать (553KB)
Метаданные
19. Рис. 18. Получение глутатион-чувствительного флуоресцентно меченного производного ГК.

Скачать (291KB)
Метаданные
20. Рис. 19. (а) – Общая схема получения глутатион-чувствительных флуоресцентных наночастиц на основе производных гиалуроновой кислоты, красителя Су5.5 и рифампицина для диагностики и лечения туберкулеза. (б) – УФ-индуцированная клик-реакция между производными гиалуроновой кислоты в ходе формирования композитных наночастиц.

Скачать (319KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025