Применение однодоменных нанотел для определения конформационных изменений трансферрина методом поляризации флуоресценции

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Трансферрин (Tf) в плазме крови существует в двух формах: железосодержащей holo-Tf и железонесодержащей apo-Tf формах. Количественное соотношение этих форм в плазме крови человека – важный биохимический маркер заболеваний, связанных с дефицитом или избытком железа. Применение метода поляризационного флуоресцентного иммуноанализа (FPIA) и использование рекомбинантных нанотел верблюда в качестве распознающего реагента для экспрессного определения holo-Tf и apo-Tf позволит разработать быстрые метод определения двух конформаций трансферрина. Синтезированы и охарактеризованы конъюгаты нанотел верблюда aTf1 и aTf2 к holo- и аpo-формам Tf человека c флуоресцеинизотиоцианатом (FITC). Подобраны концентрации конъюгатов FITC-aTf1 и FITC-aTf2 (2.5–5 нМ) с оптимальным соотношением сигнал/шум и исследована кинетика связывания FITC-aTf1 и FITC-aTf2 с holo- и apo-Tf методом поляризации флуоресценции. Показано, что полное связывание конъюгатов FITC-aTf1 и FITC-aTf2 с holo- и apo-Tf наблюдается через 15 и 5 мин инкубации соответственно. Определены равновесные константы диссоциации комплексов FITC-aTf1*holo-Tf и FITC-aTf2*apo-Tf, которые составили 30.7 ± 0.3 и 15.3 ± 0.2 нМ, соответственно. Продемонстрировано, что инкубация конъюгатов FITC-aTf1 и FITC-aTf2 с другими белками человека – лактоферрином, сывороточным альбумином и лизоцимом – не приводит к изменению сигнала поляризации флуоресценции, что свидетельствует о высокой специфичности анализа. Показано, что пары реагентов FITC-aTf1/apo-Tf и FITC-aTf2/holo-Tf не демонстрировали связывания между собой, что подтверждает аффинность конъюгатов FITC-aTf1 и FITC-aTf2 к holo- и apo-Tf, соответственно. В данной работе показана возможность определения двух форм трансферрина в физиологических жидкостях человека методом FPIA, которое может иметь диагностическое значение, а применение портативного флуоресцентного анализатора позволит проводить данный анализ вне стен специализированных лабораторий.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Л. И. Мухаметова

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Автор, ответственный за переписку.
Email: liliya106@mail.ru

химический факультет

Россия, 119991 Москва, Ленинские горы, 1/3

С. А. Еремин

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Email: liliya106@mail.ru

химический факультет

Россия, 119991 Москва, Ленинские горы, 1/3

И. В. Михура

ФГБУН ГНЦ “Институт биоорганической химии им. акад. М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН

Email: liliya106@mail.ru
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10

О. С. Горяйнова

ФГБУН “Институт биологии гена” РАН

Email: liliya106@mail.ru
Россия, 119334 Москва, ул. Вавилова, 34/5

А. М. Сачко

ФГБУН “Институт биологии гена” РАН

Email: liliya106@mail.ru
Россия, 119334 Москва, ул. Вавилова, 34/5

Т. И. Иванова

ФГБУН “Институт биологии гена” РАН

Email: liliya106@mail.ru
Россия, 119334 Москва, ул. Вавилова, 34/5

С. В. Тиллиб

ФГБУН “Институт биологии гена” РАН

Email: tillib@genebiology.ru
Россия, 119334 Москва, ул. Вавилова, 34/5

Список литературы

  1. Tatsumi Y., Yano M., Wakusawa S., Miyajima H., Ishikawa T., Imashuku S., Takano A., Nihei W., Kato A., Kato K., Hayashi H., Yoshioka K., Hayashi K. // J. Clin. Transl. Hepatol. 2024. V. 12. P. 346–356. https://doi.org/10.14218/JCTH.2023.00290
  2. Sarkar J., Potdar A.A., Saidel G.M. // PLoS Comput. Biol. 2018. V. 14. e1006060. https://doi.org/10.1371/journal.pcbi.1006060
  3. Schreiner O.D., Schreiner T.G. // Front. Aging. 2023. V. 4. P. 1234958. https://doi.org/10.3389/fragi.2023.1234958
  4. Tandara L., Salamunic I. // Biochem. Med. (Zagreb). 2012. V. 22. P. 311–328. https://doi.org/10.11613/bm.2012.034
  5. Wally J., Halbrooks P.J., Vonrhein C., Rould M.A., Everse S.J., Mason A.B., Buchanan S.K. // J. Biol. Chem. 2006. V. 281. P. 24934–24944. https://doi.org/10.1074/jbc.M604592200
  6. Baker E.N., Lindley P.F. // J. Inorg. Biochem. 1992. V. 47. P. 147–160. https://doi.org/10.1016/0162-0134(92)84061-q
  7. Ponzini E., Scotti L., Grandori R., Tavazzi S., Zambon A. // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2020. V. 61. P. 9. https://doi.org/10.1167/iovs.61.12.9
  8. Withold W., Neumayer C., Beyrau R., Heins M., Schauseil S., Rick W. // Eur. J. Clin. Chem. Clin. Biochem. 1994. V. 32. P. 19–25. https://doi.org/10.1515/cclm.1994.32.1.19
  9. Elsayed M.E., Sharif M.U., Stack A.G. // Adv. Clin. Chem. 2016. V. 75. P. 71–97. https://doi.org/10.1016/bs.acc.2016.03.002
  10. Muñoz M., García-Erce J.A., Remacha Á.F. // J. Clin. Pathol. 2011. V. 64. P. 287–296. https://doi.org/10.1136/jcp.2010.086991
  11. Szőke D., Panteghini M. // Clin. Chim. Acta. 2012. V. 413. P. 1184–1189. https://doi.org/10.1016/j.cca.2012.04.021
  12. Ivanova T.I., Klabukov I.D., Krikunova L.I., Poluektova M.V., Sychenkova N.I., Khorokhorina V.A., Vorobyev N.V., Gaas M.Y., Baranovskii D.S., Goryainova O.S., Sachko A.M., Shegay P.V., Kaprin A.D., Tillib S.V. // J. Clin. Med. 2022. V. 11. P. 7377. https://doi.org/10.3390/jcm11247377
  13. Baringer S.L., Neely E.B., Palsa K., Simpson I.A., Connor J.R. // Fluids Barriers CNS. 2022. V. 19. P. 49. https://doi.org/10.1186/s12987-022-00345-9
  14. Yang N., Zhang H., Wang M., Hao Q., Sun H. // Sci. Rep. 2012. V. 2. P. 999. https://doi.org/10.1038/srep00999
  15. Baringer S.L., Palsa K., Spiegelman V.S., Simpson I.A., Connor J.R. // J. Biomed. Sci. 2023. V. 30. P. 36. https://doi.org/10.1186/s12929-023-00934-2
  16. Bassett M.L., Halliday J.W., Ferris R.A., Powell L.W. // Gastroenterology. 1984. V. 87. P. 628–633.
  17. MacPhail A.P., Mandishona E.M., Bloom P.D., Paterson A.C., Rouault T.A., Gordeuk V.R. // S. Afr. Med. J. 1999. V. 89. P. 966–972.
  18. Yamanishi H., Iyama S., Yamaguchi Y., Kanakura Y., Iwatani Y. // Clin. Chem. 2003. V. 49. P. 175–178. https://doi.org/10.1373/49.1.175
  19. Huebers H.A., Eng M.J., Josephson B.M., Ekpoom N., Rettmer R.L., Labbé R.F., Pootrakul P., Finch C.A. // Clin. Chem. 1987. V. 33. P. 273–277.
  20. Lopez A., Cacoub P., Macdougall I.C., PeyrinBiroulet L. // Lancet. 2016. V. 387. P. 907–916. https://doi.org/10.1016/S0140-6736(15)60865-0
  21. Camaschella C. // Blood Rev. 2017. V. 31. P. 225–233. https://doi.org/10.1016/j.blre.2017.02.004
  22. Yamanishi H., Kimura S., Iyama S., Yamaguchi Y., Yanagihara T. // Clin. Chem. 1997. V. 43. P. 2413– 2417. https://doi.org/10.1093/clinchem/43.12.2413
  23. Gambino R., Desvarieux E., Orth M., Matan H., Ackattupathil T., Lijoi E., Wimmer C., Bower J., Gunter E. // Clin. Chem. 1997. V. 43. P. 2408–2412. https://doi.org/10.1093/clinchem/43.12.2408
  24. Strzelak K., Rybkowska N., Wiśniewska A., Koncki R. // Anal. Chim. Acta. 2017. V. 995. P. 43–51. https://doi.org/10.1016/j.aca.2017.10.015
  25. Eleftheriadis T., Liakopoulos V., Antoniadi G., Stefanidis I. // Ren. Fail. 2010. V. 32. P. 1022–1023. https://doi.org/10.3109/0886022X.2010.502609
  26. Kitsati N., Liakos D., Ermeidi E., Mantzaris M.D., Vasakos S., Kyratzopoulou E., Eliadis P., Andrikos E., Kokkolou E., Sferopoulos G., Mamalaki A., Siamopoulos K., Galaris D. // Haematologica. 2015. V. 100. P. e80–e83. https://doi.org/10.3324/haematol.2014.116806
  27. Angoro B., Motshakeri M., Hemmaway C., Svirskis D., Sharma M. // Clin. Chim. Acta. 2022. V. 531. P. 157–167. https://doi.org/10.1016/j.cca.2022.04.004
  28. Agarwal R. // Kidney Int. 2004. V. 66. P. 1139–1144. https://doi.org/10.1111/j.1523-1755.2004.00864.x
  29. DeGregorio-Rocasolano N., Martí-Sistac O., Ponce J., Castelló-Ruiz M., Millán M., Guirao V., García-Yébenes I., Salom J.B., Ramos-Cabrer P., Alborch E., Lizasoain I., Castillo J., Dávalos A., Gasull T. // Redox Biol. 2018. V. 15. P. 143–158. https://doi.org/10.1016/j.redox.2017.11.026
  30. Drain P.K., Hyle E.P., Noubary F., Freedberg K.A., Wilson D., Bishai W.R., Rodriguez W., Bassett I.V. // Lancet Infect. Dis. 2014. V. 14. P. 239–249. https://doi.org/10.1016/S1473-3099(13)70250-0
  31. Karim K., Lamaoui A., Amine A. // J. Pharm. Biomed. Anal. 2023. V. 225. P. 115207. https://doi.org/10.1016/j.jpba.2022.115207
  32. Arbabi Ghahroudi M., Desmyter A., Wyns L., Hamers R., Muyldermans S. // FEBS Lett. 1997. V. 414. P. 521–526. https://doi.org/10.1016/S0014-5793(97)01062-4
  33. Muyldermans S. // Annu. Rev. Biochem. 2013. V. 82. P. 775–797. https://doi.org/10.1146/annurev-biochem-063011092449
  34. Sockolosky J.T., Dougan M., Ingram J.R., Ho C.C., Kauke M.J., Almo S.C., Ploegh H.L., Garcia K.C. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 2016. V. 113. P. E2646– E2654. https://doi.org/10.1073/pnas.1604268113
  35. Mukhametova L.I., Eremin S.A., Arutyunyan D.A., Goryainova O.S., Ivanova T.I., Tillib S.V. // Biochemistry (Moscow). 2022. V. 87. P. 1679–1688. https://doi.org/10.1134/s0006297922120227
  36. Dumoulin M., Conrath K., Van Meirhaeghe A., Meersman F., Heremans K., Frenken L.G., Muyldermans S., Wyns L., Matagne A. // Protein Sci. Publ. Protein Soc. 2002. V. 11. P. 500–515. https://doi.org/10.1110/ps.34602
  37. Xu L., Song X., Jia L. // Biotechnol. Appl. Biochem. 2017. V. 64. P. 895–901. https://doi.org/10.1002/bab.1544
  38. Jovčevska I., Muyldermans S. // BioDrugs Clin. Immunother. Biopharm. Gene Ther. 2020. V. 34. P. 11–26. https://doi.org/10.1007/s40259-019-00392-z
  39. Khodabakhsh F., Behdani M., Rami A., KazemiLomedasht F. // Int. Rev. Immunol. 2018. V. 37. P. 316– 322. https://doi.org/10.1080/08830185.2018.1526932
  40. Mei Y., Chen Y., Sivaccumar J.P., An Z., Xia N., Luo W. // Front. Pharmacol. 2022. V. 13. P. 963978. https://doi.org/10.3389/fphar.2022.963978
  41. Bao G., Tang M., Zhao J., Zhu X. // EJNMMI Res. 2021. V. 11. P. 6. https://doi.org/10.1186/s13550-021-00750-5
  42. Тиллиб С.В., Горяйнова О.С., Сачко А.М., Иванова Т.И. // Acta Naturae. 2022. Т. 14. C. 98–102. https://doi.org/10.32607/actanaturae.11663
  43. Сачко А.М., Горяйнова О.С., Иванова Т.И., Николаева И.Ю., Тарнопольская М.Е., Бычков А.Ю., Гаас М.Я., Воробьев Н.В., Каприн А.Д., Шегай П.В., Тиллиб С.В. // Биохимия. 2023. Т. 88. С. 1352–1365. https://doi.org/10.31857/S0320972523080055
  44. Yu L., Zhong M., Wei Y. // Anal. Chem. 2010. V. 82. P. 7044–7048. https://doi.org/10.1021/ac100543e

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Кинетика связывания конъюгатов FITC-aTf2 (1) и FITC-aTf1 (2) 2 нМ c apo- и holo-Tf соответственно. Конечные концентрации apo- и holo-Tf – 3 мкг/мл; рН 7.4, 25°С.

Скачать (100KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Изменение сигнала FP в зависимости от концентрации apo-Tf (1) и holo-Tf (2) в присутствии 2.5 нМ FITC-aTf2 (1) и FITC-aTf1 (2); рН 7.4, 25°C.

Скачать (98KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Зависимость соотношения концентрации связанного с антителом трейсера Cx к исходной концентрации трейсера FITC-aTf0-(Fb) от концентрации apo-Tf (1) и holo-Tf (2) при постоянных концентрациях флуоресцентно-меченных нанотел FITC-aTf2 (1) и FITC-aTf1 (2) 2 нМ; рН 7.4, 25°C.

Скачать (100KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Специфичность нанотел FITC-aTf1 и FITC-aTf2 при взаимодействии с другими белками; рН 7.4, 25°C.

Скачать (102KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Линейный диапазон калибровочных зависимостей для определения apo-Tf (1) и holo-Tf (2); рН 7.4, 25°C.

Скачать (111KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025