Гистологические аспекты длительного культивирования in vitro морфогенных каллусов Lavandula angustifolia Mill.

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Впервые описаны гистологические события, происходящие в морфогенных каллусах Lavandula angustifolia Mill. при длительном (2–5 пассажи) культивировании in vitro. В каллусах 2 пассажа выявлены почки и листья нормального строения (путь органогенеза de novo), а также соматические зародыши нормальной структуры, берущие начало от клеток эпидермиса почек (путь соматического эмбриогенеза in vitro). По мере дальнейшего культивирования каллусы постепенно теряли нормальный морфогенетический потенциал. Если в каллусах 3 пассажа нормальным строением характеризовались только почки, а листья имели аномальную структуру, то в каллусах 4 пассажа отмечены почки преимущественно аномального строения, в каллусах 5 пассажа – только структурно дегенерированные ткани. Обсуждается вопрос о снижении свойств плюри- и тотипотентности каллусных клеток по мере культивирования in vitro. Полученные гистологические данные могут быть использованы при выборе длительности культивирования in vitro каллусов для получения полноценных регенерантов этого ценного эфиромасличного и лекарственного растения в различных клеточных биотехнологиях.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Н. Н. Круглова

НИИ сельского хозяйства Крыма; УФИЦ РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: kruglova@anrb.ru

Уфимский Институт биологии – обособленное структурное подразделение УФИЦ РАН

Россия, ул. Киевская, 150, Симферополь, 295043; просп. Октября, 69, Уфа, 450054

О. А. Сельдимирова

УФИЦ РАН

Email: kruglova@anrb.ru

Уфимский Институт биологии

Россия, просп. Октября, 69, Уфа, 450054

А. Е. Зинатуллина

НИИ сельского хозяйства Крыма; УФИЦ РАН

Email: kruglova@anrb.ru

Уфимский Институт биологии – обособленное структурное подразделение УФИЦ РАН

Россия, ул. Киевская, 150, Симферополь, 295043; просп. Октября, 69, Уфа, 450054

Н. А. Егорова

НИИ сельского хозяйства Крыма

Email: kruglova@anrb.ru
Россия, ул. Киевская, 150, Симферополь, 295043

Список литературы

  1. Батыгина Т. Б. Биология развития растений. Симфония жизни. СПб.: Изд-во ДЕАН, 2014. 712 с.
  2. Зинатуллина А. Е. Формирование морфогенетических очагов как основа гемморизогенеза in vitro в зародышевых каллусах пшеницы // Экобиотех. 2023. Т. 6. № 2. С. 81–90. doi: 10.31163/2618-964X-2023-6-2-81-90.
  3. Егорова Н. А. Биотехнология эфиромасличных растений: создание новых форм и микроразмножение in vitro. Симферополь: ИД “Автограф”, 2021. 315 с.
  4. Калинин Ф. Л., Сарнацкая В. В., Полищук В. Е. Методы культуры тканей в физиологии и биохимии. Киев: Наукова думка, 1980. 468 с.
  5. Круглова Н. Н. Продолжительность культивирования in vitro зародышевых каллусов пшеницы влияет на проявление их морфогенетического и регенерационного потенциала // Экобиотех. 2022. Т. 5. № 3. С. 98–108. doi: 10.31163/2618-964X-2022-5-3-98-108.
  6. Круглова Н. Н., Зинатуллина А. Е., Егорова Н. А. Морфогенез in vitro в каллусах лаванды узколистной Lavandula angustifolia Mill.: гистологические аспекты // Изв. РАН. Сер. биол. 2024. № 3. В печати.
  7. Паштецкий В. С., Невкрытая Н. В., Мишнев А. В., Назаренко Л. Г. Эфиромасличная отрасль Крыма. Вчера, сегодня, завтра. Симферополь: ИТ “Ариал”, 2018. 320 с.
  8. Световой микроскоп как инструмент в биотехнологии растений / Н. Н. Круглова, О. В. Егорова, О. А. Сельдимирова, Д. Ю. Зайцев, А. Е. Зинатуллина. Уфа: Гилем, 2013. 128 с.
  9. Al-Tai A.A.R., Mohammed A. A. Production of Lavender (Lavandula Angustifolia) Plants from Somatic Embryos Developed from its Seedlings Leaf Callus // Raf. J. Sci. 2022. V. 31. P. 12–19. doi: 10.33899/RJS.2022.176073.
  10. Babanina S. S., Yegorova N. A., Stavtseva I. V., Abdurashitov S. F. Genetic Stability of Lavender (Lavandula angustifolia Mill.) Plants Obtained during Long-Term Clonal Micropropagation // Russ. Agricult. Sci. 2023. V. 49. P. 132–139. doi: 10.3103/S1068367423020027.
  11. Bekalu Z. E., Panting M., Holme I. B., Brinch-Pedersen H. Opportunities and Challenges of In Vitro Tissue Culture Systems in the Era of Crop Genome Editing // Int. J. Mol. Sci. 2023. V. 24. Article number: 11920. doi: 10.3390/ijms241511920.
  12. Bidabadi S. S., Jain S. M. Cellular, Molecular, and Physiological Aspects of In Vitro Plant Regeneration // Plants. 2020. V. 9. Article number: 702. doi: 10.3390/plants9060702.
  13. Bustillo-Avendano E., Ibanez S., Sanz O., Sousa Barros J. A., Gude I., Perianez-Rodriguez J., Micol J. L., Del Pozo J. C., Moreno-Risueno M.A., Perez-Perez J. M. Regulation of Hormonal Control, Cell Reprogramming, and Patterning during De Novo Root Organogenesis // Plant Physiol. 2018. V. 176. P. 1709–1727. doi: 10.1104/pp.17.00980.
  14. Capron A., Chatfield S., Provart N., Berleth T. Embryogenesis: Pattern Formation from a Single Cell // The Arabidopsis Book. 2009. V. 7. Article number: e0126. doi: 10.1199/tab.0126.
  15. Cosic T., Raspor M. The Role of Auxin and Cytokinin Signalling Components in de novo Shoot Organogenesis // Aftab T. (ed.). Auxins, Cytokinins, and Gibberellins Signalling in Plants. Signalling and Communication in Plants. Springer: Cham, 2022. P. 47–75. doi: 10.1007/978-3-031-05427-3_3.
  16. De Oliveira T. R., Balfagon D., Sousa K. R., Aragao V. P.M., de Oliveira L. F., Floh E. I.S., Silveira V., Gomes-Cadenas A., Catarina C. S. Long-Term Subculture Affects Rooting Competence via Changes in the Hormones and Protein Profiles in Cedrela Fissilis Vell. (Meliaceae) Shoots // Plant Cell Tiss. Organ Cult. 2021. Preprint. doi: 10.21203/rs.3.rs-689426/v1.
  17. Devasigamani L., Devarajan R., Loganathan R., Rafath H., Padman M., Giridhar L., Kuppan N. Lavandula angustifolia L. plants regeneration from in vitro leaf explants-derived callus as conservation strategy // Biotecn. Veg. 2020. V. 20. P. 75–82.
  18. Feher A. Callus, Dedifferentiation, Totipotency, Somatic Embryogenesis: What These Terms Mean in the Era of Molecular Plant Biology? // Front. Plant Sci. 2019. V. 26. Article number: 536. doi: 10.3389/fpls.2019.00536.
  19. Feher A. A Common Molecular Signature Indicates the Pre-Meristematic State of Plant Calli // Int. J. Mol. Sci. 2023. V. 24. Article number: 13122. doi: 10.3390/ijms241713122.
  20. Feher A., Bernula D., Gemes K. The Many Ways of Somatic Embryo Initiation // Loyola-Vargas V., Ochoa-Alejo N. (eds). Somatic Embryogenesis: Fundamental Aspects and Applications. Springer: Cham, 2016. P. 23–37. doi: 10.1007/978-3-319-33705-0_3.
  21. Graner E. M., Calderan-Meneghetti E., Leone G. F., de Almeida C. V., de Almeida M. Long-term in vitro culture affects phenotypic plasticity of Neoregelia johannis plants // Plant Cell Tiss. Organ Cult. 2019. V. 137. P. 511–524. doi: 10.1007/s11240-019-01586-7.
  22. Haensch K. T. Thidiazuron-induced morphogenetic response in petiole cultures of Pelargonium x hortorum and Pelargonium x domesticum and its histological analysis // Plant Cell Rep. 2004. V. 23. P. 211–217. doi: 10.1007/s00299-004-0844-5.
  23. Ikeuchi M., Favero D. S., Sakamoto Y., Iwase A., Coleman D., Rymen B., Sugimoto K. Molecular Mechanisms of Plant Regeneration // Annu. Rev. Plant Biol. 2019. V. 70. P. 377–406. doi: 10.1146/annurev-arplant-050718-100434.
  24. Ikeuchi M., Iwase A., Ito T., Tanaka H., Favero D. S., Kawamura A., Sakamoto S., Wakazaki M., Tameshige T., Fujii H., Hashimoto N., Suzuki T., Hotta K., Toyooka K., Mitsuda N., Sugimoto K. Wound-inducible WUSEL-RELEATED HOMEOBOX 13 is required for callus growth and organ reconnection // Plant Physiol. 2022. V. 188. P. 425–441. doi: 10.1093/plphys/kiab510.
  25. Kruglova N. N., Titova G. E., Seldimirova O. A. Callusogenesis as an in vitro Morphogenesis Pathway in Сereals // Russ. J. Dev. Biol. 2018. V. 49. P. 245–259. doi: 10.1134/S106236041805003X.
  26. Kruglova N. N., Titova G. E., Seldimirova O. A., Zinatullina A. E. Cytophysiological features of the Cereal-based Experimental System “Embryo In Vivo – Callus In Vitro” // Russ. J. Dev. Biol. 2021. V. 52. P. 199–214. doi: 10.1134/S1062360421040044.
  27. Kruglova N. N., Titova G. E., Zinatullina A. E. Critical Stages of Cereal Embryogenesis: Theoretical and Practical Significance // Russ. J. Dev. Biol. 2022. V. 53. P. 405–420. doi: 10.1134/S1062360422060042.
  28. Kruglova N., Zinatullina A., Yegorova N. Histological Approach to the Study of Morphogenesis in Callus Cultures In Vitro: A Review // Int. J. Plant Biol. 2023. V. 14. P. 533–545. doi: 10.3390/ijpb14020042.
  29. Ku S. S., Woo Y.-A., Shin M. J., Jie E. Y., Kim H. R., Kim H.-S., Cho H. S., Jeong W.-J., Lee M-S., Min S. R., Kim S. W. Efficient Plant Regeneration System from Leaf Explant Cultures of Daphne genkwa via Somatic Embryogenesis // Plants. 2023. V. 12. Article number: 2175. doi: 10.3390/plants12112175.
  30. Kulus D., Tymoszuk A. Advancements in In Vitro Technology: A Comprehensive Exploration of Micropropagated Plants // Horticulturae. 2024. V. 10. Article number: 88. doi: 10.3390/horticulturae10010088.
  31. Lee K., Kim J. H., Park O. S., Jung Y. J., Seo P. Ectopic expression of WOX5 promoters cytokinin signaling and de novo shoot regeneration // Plant Cell Rep. 2022. V. 41. P. 2415–2422. doi: 10.1007/s00299-022-02932-4.
  32. Liu S., Zhao J., Liu Y., Li N., Wang Z., Wang X., Liu X., Jiang L., Liu B., Fu X., Li X., Li L. High Chromosomal Stability and Immortalized Totipotency Characterize Long-Term Tissue Cultures of Chinese Ginseng (Panax ginseng) // Genes. 2021. V. 12. Article number: 514. doi: 10.3390/genes12040514.
  33. Long Y., Yang Y., Pan G., Shen Y. New Insights Into Tissue Culture Plant-Regeneration Mechanisms // Front. Plant Sci. 2022. V. 13. Article number: 926752. doi: 10.3389/fpls.2022.926752.
  34. Lu H., Xu P., Hu K., Xiao Q., Wen J., Yi B., Ma C., Tu J., Fu T., Shen J. Transcriptome profiling reveals cytokinin promoted callus regeneration in Brassica juncea // Plant Cell Tiss. Organ Cult. 2020. V. 141. P. 191–206. doi: 10.1007/s11240-020-01779-5.
  35. Mamgain J., Mujib A., Ejaz B., Gulzar B., Malik M. Q., Syeed R. Flow cytometry and start codon targeted (SCoT) genetic fidelity assessment of regenerated plantlets in Tylophora indica (Burm.f.) Merrill // Plant Cell Tiss. Organ Cult. 2022. V. 150. P. 129–140. doi: 10.1007/s11240-022-02254-z.
  36. Mithila J., Hall J. C., Victor J. M.R., Saxena P. K. Thidiazuron induces shoot organogenesis at low concentrations and somatic embryogenesis at high concentrations on leaf and petiole explants of African violet (Saintpaulia ionantha Wendl.) // Plant Cell Rep. 2003. V. 21. P. 408–414. doi: 10.1007/s00299-002-0544-y.
  37. Müller-Xing R., Xing Q. The plant stem-cell niche and pluripotency: 15 years of an epigenetic perspective // Front. Plant Sci. 2022. V. 13. Article number: 1018559. doi: 10.3389/fpls.2022.1018559.
  38. Murashige Т., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco cultures // Physiol. Plant. 1962. V. 15. P. 473–497. doi: 10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x.
  39. Pasternak T. P., Steinmacher D. Plant Growth Regulation in Cell and Tissue Culture In Vitro // Plants. 2024. V. 13. Article number: 327. doi: 10.3390/plants13020327.
  40. Peng X., Sun M. X. The suspensor as a model system to study the mechanism of cell fate specification during early embryogenesis // Plant Reprod. 2018. V. 31. P. 59–65. doi: 10.1007/s00497-018-0326-5.
  41. Rezaei H., Mirzaie-Asl A., Abdollahi M. R., Tohidfar M. Enhancing petunia tissue culture efficiency with machine learning; A pathway to improved callogenesis // PLoS One. 2023. V. 18. Article number: e0293754. doi: 10.1371/journal.pone.0293754.
  42. Salehi B., Mnayer D., Özçelik B., Altin G., Kasapoğlu K. N., Daskaya-Dikmen C., Sharifi-Rad M., Selamoglu Z., Acharya K., Sen S., Matthews K. R., Fokou P. V.T., Sharopov F., Setzer W. N., Martorell M., Sharifi-Rad J. Plants of the Genus Lavandula: From Farm to Pharmacy // Nat. Prod. Comm. 2018. V. 13. P. 1385–1402. doi: 10.1177/1934578X1801301037.
  43. Salinas-Patino V. A., Espinoza-Mellado M. R., Hernandez-Pimentel M. V., García-Pineda M., Montes-Villafan S., Rodríguez-Dorantes A. Phytohormones Action on Fouquieria splendens Callogenesis and Organogenesis Processes // Int. J. Agricult. Innov. Res. 2018. V. 7. P. 2319–1473.
  44. Shin J., Bae S., Seo P. J. De novo shoot organogenesis during plant regeneration // J. Exp. Bot. 2020. V. 71. P. 63–72. doi: 10.1093/jxb/erz395.
  45. Su Y. H., Tang L. P., Zhao X. Y., Zhang X. S. Plant cell totipotency: Insights into cellular reprogramming // J. Integr. Plant Biol. 2021. V. 63. P. 228–243. doi: 10.1111/jipb.12972.
  46. Syeed R., Mujib A., Malik M. Q., Gulzar B., Zafar N., Mamgain J., Ejaz B. Direct somatic embryogenesis and flow cytometric assessment of ploidy stability in regenerants of Caladium × hortulanum ‘Fancy’ // J. Appl. Genetics. 2022. V. 63. P. 199–211. doi: 10.1007/s13353-021-00663-y.
  47. Wan Q., Zhai N., Xie D., Liu W., Xu L. WOX11: The founder of plant organ regeneration // Cell Regen. 2023. V. 12. Article number: 1. doi: 10.1186/s13619-022-00140-9.
  48. Yegorova N. A., Mitrofanova I. V., Brailko V. A., Grebennikova O. A., Paliya A. E., Stavtseva I. V. Morphogenetic, Physiological, and Biochemical Features of Lavandula angustifolia at Long-Term Micropropagation In Vitro // Russ. J. Plant Physiol. 2019. V. 66. P. 326–334. OI: 10.1134/S1021443719010060.
  49. Zhai N., Xu L. Pluripotency acquisition in the middle cell layer of callus is required for organ regeneration // Nat. Plants. 2021. V. 7. P. 1453–1460. doi: 10.1038/s41477-021-01015-8.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Каллусы L. angustifolia 2 пассажа: общий вид (а); апекс с примордиями листа 1 и 2 порядков (б, в); почка с развернутыми листьями (г); проэмбрио (д); глобулярный (е), триангулярный (ж), сердечковидный (з), торпедовидный (и), двусемядольный (к) соматические зародыши. Все срезы продольные. Условные обозначения: К – каллус, П – почка, ПЛ – примордий листа, ПЭ – проэмбрио, СЗ – соматический зародыш. Масштаб: а – 10 мм; б, в, д–з – 100 мкм; г, и, к – 200 мкм.

Скачать (73KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Каллусы L. angustifolia 3 пассажа: общий вид (а); апекс почки с примордиями листа 1 и 2 порядков (б, в); листоподобная структура (г, д); фасциированная структура (е, ж). Все срезы продольные. Условные обозначения: К – каллус, ЛС – листоподобная структура, П – почка, ФС – фасциированная структура. Масштаб: а – 10 мм; б–г – 100 мкм; д–ж – 200 мкм.

Скачать (70KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Каллусы L. angustifolia 4 пассажа: общий вид (а); апекс почки с примордиями листа 1 порядка (б); почка с аномальным апексом (в, г); аномальная почка (д–ж). Все срезы продольные. Условные обозначения: АнАП – аномальный апекс почки, АнП – аномальная почка, К – каллус, ПЛ – примордий листа. Масштаб: а – 5 мм; б, д–ж – 100 мкм; в, г – 200 мкм.

Скачать (72KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Каллусы L. angustifolia 5 пассажа: общий вид (а); участки каллусов, представленные дегенерированными тканями (б, в). Масштаб: а – 10 мм; б, в – 200 мкм.

Скачать (41KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025