Сравнительный анализ скрининговых методов детекции точечных мутаций на примере выявления мутации N501Y в коронавирусе SARS-CoV-2


Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Цель исследования. Сравнение различных методов выявления точечных нуклеотидных мутаций в рамках изучения генетического разнообразия коронавируса SARS- CoV-2. Материалы и методы. Исследование проводили на выборке образцов от пациентов, содержащих генетический материал коронавируса SARS-CoV-2. Были использованы 3метода: в качестве золотого стандарта - фрагментное секвенирование по Сэнгеру, ПЦР в реальном времени и петлевая изотермическая амплификация. Результаты. Проведено генотипирование 372 образцов от пациентов с помощью секвенирования, обнаружены 54 образца, относящихся к геноварианту Альфа, 7 - к геноварианту Бета и 25 - к геноварианту B.1.1.523. Показана возможность использования как метода ПЦР в реальном времени, так и петлевой изотермической амплификации для выявления мутации N501Y коронавируса SARS-CoV-2 на различных образцах, в том числе и для различных геновариантов (Альфа, Бета). Заключение. Использование скрининговых методов на основе ПЦР дает возможность не только снизить экономические и временные затраты на генотипирование образцов коронавируса SARS- CoV-2, но и увеличить охват исследования за счет получения результатов для образцов, не пригодных для секвенирования.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Анна Сергеевна Черкашина

Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора

Email: cherkashina@pcr.ms
к.х.н., руководитель научной группы генной инженерии и биотехнологии

Анна Геннадьевна Голубева

Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора

Email: golubeva@cmd.su
лаборант-исследователь

Елена Дмитриевна Соловьева

Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора

Email: solovyova@cmd.su
младший научный сотрудник

Анна Владимировна Валдохина

Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора

Email: valdokhina@cmd.su
научный сотрудник

Виктория Петровна Буланенко

Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора

Email: bulanenko@cmd.su
научный сотрудник

Вадим Викторович Петров

Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора

Email: petrov@pcr.ms
руководитель научной группы разработки новых молекулярно-биологических технологий

Кирилл Владимирович Красовитов

Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора

Email: krasovitov@cmd.su
технолог-разработчик

Анна Сергеевна Есьман

Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора

Email: esman@cmd.su
научный сотрудник

Константин Олегович Миронов

Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора

Email: mironov@pcr.ru
д.б.н., руководитель научной группы разработки новых методов выявления генетических полиморфизмов

Елена Николаевна Родионова

Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора

Email: rodionova@cmd.su
заведующий научно-производственной лабораторией

Ольга Юрьевна Шипулина

Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора

Email: olga.shipulina@pcr.ms
старший научный сотрудник

Камиль Фаридович Хафизов

Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора

Email: khafizov@cmd.su
к.б.н., руководитель научной группы разработки новых методов диагностики на основе технологий секвенирования следующего поколения

Василий Геннадьевич Акимкин

Центральный НИИ эпидемиологии Роспотребнадзора

Email: crie@crie.ru
академик РАН, д.м.н., профессор, директор

Список литературы

  1. Tegally H., Wilkinson E., Giovanetti M. et al. Emergence and rapid spread of a new severe acute respiratory syndrome-related coronavirus 2 (SARS-CoV-2) lineage with multiple spike mutations in South Africa. medRxiv 2020; 2. doi: 10.1101/2020.12.21.20248640
  2. ВОЗ анонсировала простые и легко-поризносимые обозначения для вариантов SARS-CoV-2. https://www.who.int/news/item/31-05-2021-who-announces-simple-easy-to-say-labels-for-sars-cov-2-variants-of-interest-and-concern
  3. Gushchin V.A., Dolzhikova I.V., Shchetinin A.M. et al. Neutralizing activity of sera from sputnik v-vaccinated people against variants of concern (VOC: B.1.1.7, B.1.351, P.1, B.1.617.2, B.1.617.3) and Moscow endemic SARS-CoV-2 variants. Vaccines 2021; 9(7): 1-12. doi:10.3390/ vaccines9070779
  4. Zhou W., Wang W. Fast-spreading SARS-CoV-2 variants: challenges to and new design strategies of COVID-19 vaccines. ignal Transduct. Target. Ther. 2021; 6(1): 1-6. doi:10.1038/ s41392-021-00644-x
  5. Laffeber C., de Koning K., Kanaar R., Lebbink J.H.G. Experimental Evidence for Enhanced Receptor Binding by Rapidly Spreading SARS-CoV-2 Variants. J. Mol. Biol. 2021; 433(15):. 167058. doi: 10.1016/j.jmb.2021. 167058
  6. Mercatelli D., Giorgi F.M. Geographic and Genomic Distribution of SARS-CoV-2 Mutations. Microbiol. 2020; 11: 1-13. doi: 10.3389/fmicb.2020. 01800
  7. Colson P., Levasseur A., Delerce J. et al. Spreading of a new SARS-CoV-2 N501Y spike variant in a new lineage. Clin Microbiol. Infect. 2021; 27(9): 1352.e1-1352.e5. doi:https://doi.org/10.1016/j.cmi.2021.05.006
  8. Durmaz B, Abdulmajed O, Durmaz R. Mutations observed in the SARS-CoV-2 spike glycoprotein and their effects in the interaction of virus with ACE-2 receptor. Medeni Med. J. 2020; 35(3): 253-60. doi: 10.5222/MMJ. 2020.98048
  9. Ramanathan M., Ferguson I.D., Miao W., Khavari P.A. SARS-CoV-2 B.1.1.7 and B.1.351 spike variants bind human ACE2 with increased affinity. Lancet Infect. Dis. 2021; 21(8): 1070. doi: 10.1016/S1473-3099(21)00262-0
  10. Harvey W.T., Carabelli A.M., Jackson B. et al. SARS-CoV-2 variants, spike mutations and immune escape. Nat. Rev. Microbiol. 2021; 19(7): 409-24. doi: 10.1038/s41579-021-00573-0
  11. ВОЗ. Отслеживание вариантов SARS-CoV-2. https://www.who.int/en/activities/tracking-SARS-CoV-2-variants/. [WHO. Tracking SARS-CoV-2 variants]. https://www.who.int/en/activities/tracking-SARS-CoV-2-variants/.
  12. Борисова Н.И., Котов И.А., Колесников А.А., Коптелева В.В., Сперанская А.С. и др. Мониторинг распространения вариантов SARS-CoV-2 (Coronaviridae: Coronavirinae: Betacoronavirus; Sarbecovirus) на территории Московского региона с помощью таргетного высокопроизводительного секвенирования. Вопр. вирусол. 2021; 66(4): 269-78. doi: 10.36233/0507-4088-72
  13. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. Proc. Natl. Acad. Sci.USA 1977; 74(12): 5463-7. doi: 10.1073/ pnas.74.12.5463
  14. Bell J. The polymerase chain reaction. Immunol Today. 1989; 10(10): 351-5. doi: 10.1016/0167-5699(89)90193-X
  15. Kramer MF, Coen DM. The polymerase chain reaction. Curr. Protoc. Protein Sci. 22002; Appendix 4: 44-50. doi: 10.1002/0471140864.psa04js29
  16. Gibbs R.A. DNA amplification by the polymerase chain reaction. Anal. Chem. 1990; 62(13): 1202-14. doi:10.1021/ ac00212a004
  17. Abdel Sater F., Younes M., Nassar H., Nguewa P., Hamze K. A rapid and low-cost protocol for the detection of B.1.1.7 lineage of SARS-CoV-2 by using SYBR Green-based RT-qPCR. Mol. Biol. Rep. Published online 2021. doi: 10.1007/s11033-021-06717-y
  18. Vega-Magana N., Sanchez-Sinchez R., Hernindez-Bello J. et al. RT-qPCR Assays for Rapid Detection of the N501Y, 69-70del, K417N, and E484K SARS-CoV-2 Mutations: A Screening Strategy to Identify Variants With Clinical Impact. Front Cell Infect. Microbiol. 2021; 11: 1-11. doi:10.3389/ fcimb.2021.672562
  19. Kong Y.Y., Thay C.H., Tin T.C., Devi S. Rapid detection, serotyping and quantitation of dengue viruses by TaqMan realtime one-step RT-PCR. J. Virol. Methods 2006;.138(1-2): 123-30. doi: 10.1016/j.jviromet.2006.08.003
  20. Notomi T., Mori Y., Tomita N., Kanda H. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP): principle, features, and future prospects. J. Microbiol. 2015; 53(1): 1-5. doi:10.1007/ s12275-015-4656-9
  21. Fowler V.L., Armson B., Gonzales J. L. et al. A highly effective reverse-transcription loop-mediated isothermal amplification (RT-LAMP) assay for the rapid detection of SARS-CoV-2 infection. J. Infect. 2021; 82(1): 117-25. doi: 10.1016/j. jinf.2020.10.039
  22. Alekseenko A., Barrett D., Pareja-Sanchez Y. et al. Direct detection of SARS-CoV-2 using non-commercial RT-LAMP reagents on heat-inactivated samples. Sci. Rep. 2021; 11(1): 1-10. doi: 10.1038/s41598-020-80352-8
  23. Huang W.E., Lim B., Hsu C.C. et al. RT-LAMP for rapid diagnosis of coronavirus SARS-CoV-2. Microb. Biotechnol. 2020; 13(4): 950-61. doi: 10.1111/1751-7915.13586
  24. Dao Thi V.L., Herbst K., Boerner K. et al. A colorimetric RT-LAMP assay and LAMP-sequencing for detecting SARS-CoV-2 RNA in clinical samples. Sci. Transl. Med. 2020; 12(556). doi: 10.1126/SCITRANSLMED.ABC7075
  25. Хафихзов К.Ф., Петров В.В., Красовитов К.В., Золкина М.В., Акимкин В.Г. Экспресс-диагностика новой коронавирусной инфекции с помощью реакции петлевой изотермической амплификации. Вопр. вирусол. 2021; 66(1): 17-28. https://doi.org/10.36233/0507-4088-42
  26. The principle of LAMP method (Eiken GENOME SITE). http://loopamp.eiken.co.jp/e/lamp/snps_index.html.
  27. Ding S., Chen R., Chen G. et al. One-step colorimetric genotyping of single nucleotide polymorphism using probe-enhanced loop-mediated isothermal amplification (PE-LAMP). Theranostics 2019; 9(13): 3723-31. doi:10. 7150/ thno.33980
  28. Varona M., Anderson J.L. Advances in Mutation Detection Using Loop-Mediated Isothermal Amplification. ACS Omeg. 2021; 6(5): 3463-9. doi:10. 1021/acsomega.0c06093

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах