Сверхэкспрессия гена AtOPR3 в пшенице стимулирует образование летучих метаболитов гидропероксидлиазной ветви биосинтеза оксилипинов

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Алленоксидсинтазная (AOS) и гидропероксидлиазная (HPL) ветви пути биосинтеза оксилипинов ведут к образованию разных продуктов из одного субстрата – 13-гидроперокси-(9,11,15)-октадекатриеновой кислоты (13-ГПОТ). До сих пор остается неизвестным, как у растений регулируется распределение 13-ГПОТ субстрата между этими ветвями, как метаболиты каждой ветви влияют на активность параллельной ветви. В данной работе была исследована активность HPL ветви в листьях мягкой пшеницы (Triticum aestivum L.) сорта Саратовская-60, а также полученных на ее основе трансгенных растений со сверхэкспрессией гена биосинтеза жасмонатов из Arabidopsis thaliana AtOPR3 (12-OXOPHYTODIENOATE REDUCTASE 3). В ходе исследований выявлено высокое содержание метаболитов HPL ветви в листьях, что свидетельствует о высокой активности HPL пути биосинтеза оксилипинов у пшеницы. Показано, что сверхэкспрессия гена AtOPR3 приводит к повышению содержания метаболитов HPL ветви в листьях, в первую очередь цис-3-гексеналя, а также к изменению профиля летучих соединений HPL ветви, выделяемых поврежденными растениями. После механического повреждения листья трансгенной пшеницы со сверхэкспрессией AtOPR3 выделяют больше цис-3-гексенола и цис-3-гексенил ацетата, но меньше транс-2-гексеналя в сравнении с нетрансгенными растениями. Изменения содержания метаболитов HPL ветви в листовых тканях и в смеси выделяемых летучих соединений проявляются ярче в трансгенных линиях с более высоким уровнем экспрессии AtOPR3. Таким образом, впервые показано, что генетическая модификация AOS ветви биосинтеза оксилипинов приводит к изменению активности HPL ветви в растениях пшеницы.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

В. И. Дегтярёва

Институт фундаментальных проблем биологии, Федеральный исследовательский центр “Пущинский научный центр биологических исследований Российской академии наук”; Филиал Института биоорганической химии имени академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова Российской академии наук

Email: savchenko_t@rambler.ru
Россия, Пущино; Пущино

Д. Н. Мирошниченко

Институт фундаментальных проблем биологии, Федеральный исследовательский центр “Пущинский научный центр биологических исследований Российской академии наук”; Филиал Института биоорганической химии имени академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова Российской академии наук

Email: savchenko_t@rambler.ru
Россия, Пущино; Пущино

А. В. Пиголев

Институт фундаментальных проблем биологии, Федеральный исследовательский центр “Пущинский научный центр биологических исследований Российской академии наук”

Email: savchenko_t@rambler.ru
Россия, Пущино

Е. А. Дегтярёв

Институт фундаментальных проблем биологии, Федеральный исследовательский центр “Пущинский научный центр биологических исследований Российской академии наук”

Email: savchenko_t@rambler.ru
Россия, Пущино

Е. М. Тебина

Институт фундаментальных проблем биологии, Федеральный исследовательский центр “Пущинский научный центр биологических исследований Российской академии наук”

Email: savchenko_t@rambler.ru
Россия, Пущино

П. С. Стрельцова

Институт фундаментальных проблем биологии, Федеральный исследовательский центр “Пущинский научный центр биологических исследований Российской академии наук”; Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования “Тульский государственный университет”

Email: savchenko_t@rambler.ru
Россия, Пущино; Тула

С. В. Долгов

Филиал Института биоорганической химии имени академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова Российской академии наук

Email: savchenko_t@rambler.ru
Россия, Пущино

Т. В. Савченко

Институт фундаментальных проблем биологии, Федеральный исследовательский центр “Пущинский научный центр биологических исследований Российской академии наук”

Автор, ответственный за переписку.
Email: savchenko_t@rambler.ru
Россия, Пущино

Список литературы

  1. Matsui K. Green leaf volatiles: hydroperoxide lyase pathway of oxylipin metabolism // Curr. Opin. Plant Biol. 2006. V. 9. P. 274.
  2. Sarang K., Rudziński K.J., Szmigielski R. Green leaf volatiles in the atmosphere – properties, transformation, and significance // Atmosphere. 2021. V. 12. P. 1655. https:www.mdpi.com/2073-4433/12/12/1655
  3. Savchenko T., Yanykin D., Khorobrykh A., Terentyev V., Klimov V., Dehesh K. The hydroperoxide lyase branch of the oxylipin pathway protects against photoinhibition of photosynthesis // Planta. 2017. V. 245. P. 1179. https:doi.org/10.1007/s00425-017-2674-z
  4. Scala A., Mirabella R., Mugo C., Matsui K., Haring M.A., Schuurink R.C. E-2-hexenal promotes susceptibility to Pseudomonas syringae by activating jasmonic acid pathways in Arabidopsis // Front. Plant Sci. 2013. V. 4. P. 74. https:doi.org/10.3389/fpls.2013.00074
  5. Su Q., Yang F., Zhang Q., Tong H., Hu Y., Zhang X., Xie W., Wang S., Wu Q., Zhang Y. Defence priming in tomato by the green leaf volatile (Z)-3-hexenol reduces whitefly transmission of a plant virus // Plant Cell Environ. 2020. V. 43. P. 2797. https:doi: 10.1111/pce.13885.
  6. Ameye M., Allmann S., Verwaeren J., Smagghe G., Haesaert G., Schuurink R.C., Audenaert K. Green leaf volatile production by plants: a meta-analysis // New Phytol. 2018. V. 220. P. 666. https:doi.org/10.1111/nph.14671
  7. Hamilton-Kemp T.R., McCracken C.T.Jr., Loughrin J.H., Andersen R.A., Hildebrand D.F. Effects of some natural volatile compounds on the pathogenic fungi Alternaria alternata and Botrytis cinerea // J. Chem. Ecol. 1992. V. 18. P. 1083.
  8. Savchenko T.V., Zastrijnaja O.M., Klimov V.V. Oxylipins and plant abiotic stress resistance // Biochem. (Moscow). 2014. V. 79. P. 362.
  9. Engelberth M., Selman S.M., Engelberth J. In-cold exposure to z-3-hexenal provides protection against ongoing cold stress in Zea mays // Plants. 2019. V. 8. P. 165. https:www.mdpi.com/2223-7747/8/6/165
  10. Yamauchi Y., Kunishima M., Mizutani M., Sugimoto Y. Reactive short-chain leaf volatiles act as powerful inducers of abiotic stress-related gene expression // Sci. Rep. 2015. V. 5. P. 8030.
  11. Tian S., Guo R., Zou X., Zhang X., Yu X., Zhan Y., Ci D., Wang M., Wang Y., Si T. Priming with the green leaf volatile (Z)-3-hexeny-1-yl acetate enhances salinity stress tolerance in peanut (Arachis hypogaea L.) seedlings // Front. Plant Sci. 2019. V. 10. P. 785.
  12. Wasternack C., Song S. Jasmonates: biosynthesis, metabolism, and signaling by proteins activating and repressing transcription // J. Exp. Bot. 2017. V. 68. P. 1303. https:doi: 10.1093/jxb/erw443
  13. Rustgi S., Springer A., Kang C., Von Wettstein D., Reinbothe C., Reinbothe S., Pollmann S. Allene oxide synthase and hydroperoxide lyase, two non-canonical cytochrome P450s in Arabidopsis thaliana and their different roles in plant defense // Inter. J. Mol. Sci. 2019. V. 20. P. 3064. https:doi.org/10.3390/ijms20123064
  14. Wang R., Shen W., Liu L., Jiang L., Liu Y., Su N., Wan J. A novel lipoxygenase gene from developing rice seeds confers dual position specificity and responds to wounding and insect attack // Plant Mol. Biol. 2008. V. 66. P. 401. https:doi: 10.1007/s11103-007-9278-0
  15. Mochizuki S., Sugimoto K., Koeduka T., Matsui K. Arabidopsis lipoxygenase 2 is essential for formation of green leaf volatiles and five-carbon volatiles // FEBS Letters. 2016. V. 590. P. 1017. https:febs.onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1002/ 1873-3468.12133
  16. Toporkova Y.Y., Askarova E.K., Gorina S.S., Mukhtarova L.S., Grechkin A.N. Oxylipin biosynthesis in spikemoss Selaginella moellendorffii: Identification of allene oxide synthase (CYP74L2) and hydroperoxide lyase (CYP74L1) // Phytochem. 2022. V. 195. P. 113051. https:doi.org/10.1016/j.phytochem.2021.113051
  17. Lee D.S., Nioche P., Hamberg M., Raman C.S. Structural insights into the evolutionary paths of oxylipin biosynthetic enzymes // Nature. 2008. V. 455. P. 363. https:doi: 10.1038/nature07307
  18. Grechkin A.N., Hamberg M. The “heterolytic hydroperoxide lyase” is an isomerase producing a short-lived fatty acid hemiacetal // Biochim. Biophys. Acta. 2004. V. 1636. P. 47. https:doi.org/10.1016/j.bbalip.2003.12.003
  19. Zimmerman D.C., Coudron C.A. Identification of traumatin, a wound hormone, as 12-oxo-trans-10-dodecenoic acid // Plant Physiol. 1979. V. 63. P. 536.
  20. Kunishima M., Yamauchi Y., Mizutani M., Kuse M.,Takikawa H.,Sugimoto Y. Identification of (Z)-3:(E)-2-hexenal isomerases essential to the production of the leaf aldehyde in plants // J. Biolog. Chem. 2016. V. 291. P. 14023. https:doi.org/10.1074/jbc.M116.726687
  21. Tanaka T., Ikeda A., Shiojiri K., Ozawa R., Shiki K., Nagai-Kunihiro N., Fujita K., Sugimoto K., Yamato K.T., Dohra H. Identification of a hexenal reductase that modulates the composition of green leaf volatiles // Plant Physiol. 2018. V. 178. P. 552. https:doi.org/10.1104/pp.18.00632
  22. D’Auria J.C., Pichersky E., Schaub A., Hansel A., Gershenzon J. Characterization of a BAHD acyltransferase responsible for producing the green leaf volatile (Z)-3-hexen-1-yl acetate in Arabidopsis thaliana // Plant J. 2007. V. 49. P. 194. https:doi.org/10.1111/j.1365-313X.2006.02946.x
  23. Matsui K., Sugimoto K., Mano J.i., Ozawa R., Takabayashi J. Differential metabolisms of green leaf volatiles in injured and intact parts of a wounded leaf meet distinct ecophysiological requirements // PloS One. 2012. V. 7. P. e36433. https:doi.org/10.1371/journal.pone.0036433
  24. Chehab E.W., Kaspi R., Savchenko T., Rowe H., Negre-Zakharov F., Kliebenstein D., Dehesh K. Distinct roles of jasmonates and aldehydes in plant-defense responses // PLoS One. 2008. V. 3. P. e1904. https:doi.org/10.1371/journal.pone.0001904
  25. Degtyaryov E., Pigolev A., Miroshnichenko D., Frolov A., Basnet A.T., Gorbach D., Leonova T., Pushin A.S., Alekseeva V., Dolgov S., Savchenko T. 12-Oxophytodienoate reductase overexpression compromises tolerance to Botrytis cinerea in hexaploid and tetraploid wheat // Plants. 2023. V. 12. P. 2050. https:www.mdpi.com/2223-7747/12/10/2050
  26. Pigolev A.V., Miroshnichenko D.N., Pushin A.S., Terentyev V.V., Boutanayev A.M., Dolgov S.V., Savchenko T.V. Overexpression of Arabidopsis OPR3 in hexaploid wheat (Triticum aestivum L.) alters plant development and freezing tolerance // Inter. J. Mol. Sci. 2018. V. 19. P. 3989. https:www.mdpi.com/1422-0067/19/12/3989
  27. Savchenko T., Pearse I.S., Ignatia L., Karban R., Dehesh K. Insect herbivores selectively suppress the HPL branch of the oxylipin pathway in host plants // Plant J. 2013. V. 73. P. 653. https:onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1111/tpj.12064
  28. Bligh E., Dyer W.J. A rapid method of total lipid extraction and purification // J. Biochem. Physiol. 1959. V. 37. P. 911.
  29. Krivina E.S., Savchenko T.V., Tebina E.M., Shatilovich A.V., Temraleeva A.D. Morphology, phylogeny and fatty acid profiles of Meyerella similis from freshwater ponds and Meyerella krienitzii sp. nov. from soil (Trebouxiophyceae, Chlorophyta) // J. Appl. Phycol. 2023. V. 35. P. 2295. https:doi.org/10.1007/s10811-023-03038-4
  30. Cerezo S., Hernández M.L., Palomo-Ríos E., Gouffi N., García-Vico L., Sicardo M.D., Sanz C., Mercado J.A., Pliego-Alfaro F., Martínez-Rivas J.M. Modification of 13-hydroperoxide lyase expression in olive affects plant growth and results in altered volatile profile // Plant Sci. 2021. V. 313. P. 111083. https:doi.org/10.1016/j.plantsci.2021.111083
  31. Piesik D., Wenda-Piesik A., Lamparski R., Tabaka P., Ligor T., Buszewski B. Effects of mechanical injury and insect feeding on volatiles emitted by wheat plants // Entomologica Fennica. 2010. V. 21. P. 117. https:doi.org/10.33338/ef.84521
  32. Ullah S., Khan M.N., Lodhi S.S., Ahmed I., Tayyab M., Mehmood T., Din I.U., Khan M., Sohail Q., Akram M. Targeted metabolomics reveals fatty acid abundance adjustments as playing a crucial role in drought-stress response and post-drought recovery in wheat // Front. Genetics. 2022. V. 13. P. 972696. https:doi.org/10.3389/fgene.2022.972696
  33. Cavalheiro C.V., Picoloto R.S., Cichoski A.J., Wagner R., de Menezes C.R., Zepka L.Q., Da Croce D.M., Barin J.S. Olive leaves offer more than phenolic compounds – Fatty acids and mineral composition of varieties from Southern Brazil // Industrial Crops and Products. 2015. V. 71. P. 122. https:www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0926669015002447
  34. Engelberth J., Engelberth M. Variability in the capacity to produce damage-induced aldehyde green leaf volatiles among different plant species provides novel insights into biosynthetic diversity // Plants. 2020. V. 9. P. 213. https:www.mdpi.com/2223-7747/9/2/213
  35. Tong X., Qi J., Zhu X., Mao B., Zeng L., Wang B., Li Q., Zhou G., Xu X., Lou Y., He Z. The rice hydroperoxide lyase OsHPL3 functions in defense responses by modulating the oxylipin pathway // Plant J.: For Cell Mol. Biol. 2012. V. 71. P. 763. https:doi.org/10.1111/j.1365-313X.2012.05027.x
  36. Nilsson A.K., Fahlberg P., Johansson O.N., Hamberg M., Andersson M.X., Ellerström M. The activity of HYDROPEROXIDE LYASE 1 regulates accumulation of galactolipids containing 12-oxo-phytodienoic acid in Arabidopsis // J. Exp. Bot. 2016. V. 67. P. 5133. https:doi.org/10.1093/jxb/erw278
  37. Savchenko T., Kolla V.A., Wang C.Q., Nasafi Z., Hicks D.R., Phadungchob B., Chehab W.E., Brandizzi F., Froehlich J., Dehesh K. Functional convergence of oxylipin and abscisic acid pathways controls stomatal closure in response to drought // Plant Physiol. 2014. V. 164. P. 1151. https:doi.org/10.1104/pp.113.234310
  38. Engelberth J., Seidl-Adams I., Schultz J.C., Tumlinson J.H. Insect elicitors and exposure to green leafy volatiles differentially upregulate major octadecanoids and transcripts of 12-oxo- phytodienoic acid reductases in Zea mays // Mol. Plant-Microbe Interact. 2007. V. 20. P. 707. https:doi.org/10.1094/MPMI-20-6-0707
  39. Jiang Y., Ye J., Li S., Niinemets Ü. Methyl jasmonate-induced emission of biogenic volatiles is biphasic in cucumber: a high-resolution analysis of dose dependence // J. Exp. Bot. 2017. V. 20. P. 4679. https:doi: 10.1093/jxb/erx244
  40. Wang Y., Liu M., Ge D., Akhter Bhat J., Li Y., Kong J., Liu K., Zhao T. Hydroperoxide lyase modulates defense response and confers lesion-mimic leaf phenotype in soybean (Glycine max (L.) Merr.) // Plant J. 2020. V. 104. P. 1315. https:doi.org/10.1111/tpj.15002

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Схема биосинтеза метаболитов AOS и HPL ветвей из α-линоленовой кислоты. Пунктирными линиями обозначено наличие нескольких промежуточных этапов превращений метаболитов. Черным фоном выделен фермент оксофитодиеноатредуктаза (OPR), ген которого сверхэкспрессирован в исследуемых трансгенных линиях пшеницы.

Скачать (454KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Жирнокислотный состав листьев мягкой пшеницы Саратовская-60 и трансгенных линий с конститутивной экспрессией гена AtOPR3 (1 – Sar-60, 2 – Tr-3, 3 – Tr-18, 4 – Tr-20). Жирные кислоты обозначены с использованием тривиальных названий и дельта-номенклатуры, указывающей число углеродных атомов в жирнокислотной цепи, число двойных связей после двоеточия и положение этих двойных связей после знака “Δ”. Данные представляют собой средние значения ± стандартное отклонение.

Скачать (141KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Содержание индивидуальных оксилипинов HPL ветви, цис-3-гексеналя (а), транс-2-гексеналя (б), цис-3-гексенола (в) и цис-3-гексенил ацетата (г), в интактных листьях мягкой пшеницы Саратовская-60 (Sar-60, белые столбцы) и листьях трансгенных линий с конститутивной экспрессией гена AtOPR3 (Tr-3, Tr-18 и Tr-20, закрашенные столбцы). Буквы обозначают статистически значимые различия между линиями, согласно оценке однофакторного дисперсионного анализа (ANOVA) с последующим пост-хок тестом Тьюки (Р ≤ 0.05).

Скачать (144KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Изменение содержания индивидуальных оксилипинов HPL ветви, цис-3-гексеналя (а), транс-2-гексеналя (б), цис-3-гексенола (в) и цис-3-гексенил ацетата (г), в пораненных листьях мягкой пшеницы Саратовская-60 в течение часа после повреждения. Эндогенное содержание метаболита до повреждения листа принято за 100%. Буквы обозначают статистически значимые различия между линиями, согласно оценке однофакторного дисперсионного анализа (ANOVA) с последующим пост-хок тестом Тьюки (Р ≤ 0.05).

Скачать (114KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Относительная скорость выделения оксилипинов HPL ветви, цис-3-гексеналя (а), транс-2-гексеналя (б), цис-3-гексенола (в) и цис-3-гексенил ацетата (г), механически поврежденным листом мягкой пшеницы Саратовская-60 в течение часа после повреждения. Данные репрезентативного эксперимента представлены как площадь хроматографического пика соответствующего метаболита, разделенная на время улавливания метаболитов, выделяемых поврежденным листом.

Скачать (157KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Количество индивидуальных оксилипинов HPL ветви, цис-3-гексеналя (а), транс-2-гексеналя (б), цис-3-гексенола (в) и цис-3-гексенил ацетата (г), выделяемых поврежденными листьями мягкой пшеницы Саратовская-60 (Sar-60, белые столбцы) и трансгенных растений (Tr-3, Tr-18 и Tr-20, закрашенные столбцы) с конститутивной экспрессией гена AtOPR3. Буквы обозначают статистически значимые различия между линиями, согласно оценке однофакторного дисперсионного анализа (ANOVA) с последующим пост-хок тестом Тьюки (Р ≤ 0.05).

Скачать (118KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024