Методы прайм-редактирования геномов и программы дизайна гидовых РНК

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Технология CRISPR/Cas активно применяется для редактирования геномов различных организмов уже 10 лет. Этот метод, позволяющий вносить двухцепочечный разрыв в нужный участок ДНК, произвел революцию в биоинженерии. Разработан также метод редактирования азотистых оснований (Base Editing, BE), в котором мутантная нуклеаза Cas (никаза), сшитая с дезаминазами и некоторыми другими ферментами, вносит в ДНК только одноцепочечные разрывы. С помощью этого метода можно производить замены, используя транзиции A↔G и C↔T и только один тип трансверсий C→G. Чуть более трех лет назад появился еще один вариант CRISPR/Cas – праймированное редактирование (прайм-редактирование, или Prime Editing). В отличие от BE, никаза здесь сшита с обратной транскриптазой, способной строить новую цепь по матрице pegРНК (prime editing guide) – удлиненной гидовой РНК с дополнительной последовательностью на 3ꞌ-конце. Прайм-редактирование позволяет вносить в эту последовательность нужные мутации, а также любые замены и индели азотистых оснований без использования специальной донорной ДНК. В представленном обзоре кратко рассмотрены варианты прайм-редактирования с акцентом на редактирование геномов растений. Определенное внимание уделено программам дизайна pegРНК, а также эффективности редактирования. Появление различных вариантов прайм-редактирования обусловлено потенциальными возможностями высокоточного внесения разноплановых изменений (с довольно низкой частотой нецелевых мутаций) в геномы различных организмов. Относительно невысокая эффективность прайм-редактирования заставляет исследователей предлагать все новые его варианты. Можно надеяться, что дальнейшее развитие технологии прайм-редактирования позволит настолько улучшить этот метод, что он займет достойное место в арсенале методов направленного воздействия на геномы любых организмов

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Е. В. Михайлова

Уфимский федеральный исследовательский центр Российской академии наук

Автор, ответственный за переписку.
Email: mikhele@list.ru

Институт биохимии и генетики

Россия, Уфа, 450054

Б. Р. Кулуев

Уфимский федеральный исследовательский центр Российской академии наук

Email: mikhele@list.ru

Институт биохимии и генетики

Россия, Уфа, 450054

Г. А. Геращенков

Уфимский федеральный исследовательский центр Российской академии наук

Email: mikhele@list.ru

Институт биохимии и генетики

Россия, Уфа, 450054

Д. А. Чемерис

Уфимский федеральный исследовательский центр Российской академии наук

Email: mikhele@list.ru

Институт биохимии и генетики

Россия, Уфа, 450054

Р. Р. Гарафутдинов

Уфимский федеральный исследовательский центр Российской академии наук

Email: mikhele@list.ru

Институт биохимии и генетики

Россия, Уфа, 450054

А. Р. Кулуев

Уфимский федеральный исследовательский центр Российской академии наук

Email: mikhele@list.ru

Институт биохимии и генетики

Россия, Уфа, 450054

Ан. Х. Баймиев

Уфимский федеральный исследовательский центр Российской академии наук

Email: mikhele@list.ru

Институт биохимии и генетики

Россия, Уфа, 450054

Ал. Х. Баймиев

Уфимский федеральный исследовательский центр Российской академии наук

Email: mikhele@list.ru

Институт биохимии и генетики

Россия, Уфа, 450054

А. В. Чемерис

Уфимский федеральный исследовательский центр Российской академии наук

Email: mikhele@list.ru

Институт биохимии и генетики

Россия, Уфа, 450054

Список литературы

  1. Shen H., Strunks G.D., Klemann B.J., Hooykaas P.J., de Pater S. (2017) CRISPR/Cas9-induced double-strand break repair in Arabidopsis nonhomologous end-joining mutants.G3: Genes, Genomes, Genetics. 7(1), 193‒202.
  2. Вершинина З.Р., Кулуев Б.Р., Геращенков Г.А., Князев А.В., Чемерис Д.А., Гумерова Г.Р., Баймиев Ал.Х., Чемерис А.В. (2017) Эволюция методов редактрования геномов. Biomics. 9(3), 245–270.
  3. Злобин Н.Е., Лебедева М.В., Таранов В.В., Харченко П.Н., Бабаков А.В. (2018) Редактирование генома растений путем направленной замены азотистых оснований (обзор). Биотехнология. 34(6), 59–68.
  4. Anzalone A.V., Randolph P.B., Davis J.R., Sousa A.A., Koblan L.W., Levy J.M., Chen P.J., Wilson C., Newby G.A., Raguram A., Liu D.R. (2019) Search-and-replace genome editing without double-strand breaks or donor DNA. Nature. 576(7785), 149–157.
  5. Wang J.Y., Doudna J.A. (2023) CRISPR technology: a decade of genome editing is only the beginning. Science. 379(6629), eadd8643.
  6. Abdullah, Jiang Z., Hong X., Zhang S., Yao R., Xiao Y. (2020) CRISPR base editing and prime editing: DSB and template-free editing systems for bacteria and plants. Synthetic Systems Biotechnol. 5(4), 277–292.
  7. Anzalone A.V., Koblan L.W., Liu D.R. (2020) Genome editing with CRISPR–Cas nucleases, base editors, transposases and prime editors. Nat. Biotechnol. 38(7), 824–844.
  8. Hao L., Pu X., Song J. (2021) Introduction of mutations in plants with prime editing. Methods. 194, 83–93.
  9. Hassan M.M., Zhang Y., Yuan G., De K., Chen J.-G., Muchero W., Tuskan G.A., Qi Y., Yang X. (2021) Construct design for CRISPR/Cas-based genome editing in plants. Trends Plant Sci. 26(11), 1133–1152.
  10. Hassan M.M., Yuan G., Liu Y., Alam M., Eckert C.A., Tuskan G.A., Golz J.F., Yang X. (2022) Precision genome editing in plants using gene targeting and prime editing: existing and emerging strategies. Biotechnol. J. 17(10), 2100673.
  11. Molla K.A., Sretenovic S., Bansal K.C., Qi Y. (2021) Precise plant genome editing using base editors and prime editors. Nat. Plants. 7(9), 1166–1187.
  12. Ochoa-Sanchez A., Perez-Sanchez G., Torres-Ledesma A.M., Valdez J.P.R., Rinaldi G., Moguel B.B., Molina-Aguilar C. (2021) Prime editing, a novel genome-editing tool that may surpass conventional CRISPR-Cas9. Re:GEN Open. 1(1), 75–82. https://doi.org/10.1089/regen.2021.0016
  13. Chen P.J., Liu D.R. (2023) Prime editing for precise and highly versatile genome manipulation. Nat. Rev. Genet. 24(3), 161–177.
  14. Hillary V.E., Ceasar S.A. (2022) Prime editing in plants and mammalian cells: mechanism, achievements, limitations, and future prospects. BioEssays. 44(9), 2200032.
  15. Li J., Zhang C., He Y., Li S., Yan L., Li Y., Zhu Z., Xia L. (2023) Plant base editing and prime editing: the current status and future perspectives. J. Integr. Plant. Biol. 65(2), 444–467. doi: 10.1111/jipb.13425
  16. Lu C., Kuang J., Shao T., Xie S., Li M., Zhu L., Zhu L. (2022) Prime editing: an all-rounder for genome editing. Int. J. Mol. Sci. 23(17), 9862.
  17. Doman J.L., Sousa A.A., Randolph P.B., Chen P.J., Liu D.R. (2022) Designing and executing prime editing experiments in mammalian cells. Nat. Protoc. 17(11), 2431–2468.
  18. Jin S., Lin Q., Gao Q., Gao C. (2022) Optimized prime editing in monocot plants using PlantPegDesigner and engineered plant prime editors (ePPEs). Nat. Protoc. 18(3), 831‒853.
  19. Геращенков Г.А., Рожнова Н.А., Кулуев Б.Р., Кирьянова О.Ю., Гумерова Г.Р., Князев А.В., Вершинина З.Р., Михайлова Е.В., Чемерис Д.А., Матниязов Р.Т., Баймиев Ан.Х., Губайдуллин М., Баймиев Ал.Х., Чемерис А.В. (2020) Дизайн РНК-гидов для CRISPR/Cas редактрования геномов растений. Молекуляр. биология. 54(1), 29–50.
  20. Cui Y., Xu J., Cheng M., Liao X., Peng S. (2018) Review of CRISPR/Cas9 sgRNA design tools. Interdisciplinary Sci. 10, 455–465.
  21. Li C., Chu W., Gill R.A., Sang S., Shi Y., Hu X., Yang Y., Zaman Q.U., Zhang B. (2023) Computational tools and resources for CRISPR/Cas genome editing. Genomics Proteomics Bioinformatics. 21(1), 108‒126.
  22. Lin Q., Zong Y., Xue C., Wang S., Jin S., Zhu Z., Wang Y., Anzalone A.V., Raguram A., Doman J.L., Liu D.R., Gao C. (2020) Prime genome editing in rice and wheat. Nat. Biotechnol. 38(5), 582–585.
  23. Butt H., Rao G.S., Sedeek K., Aman R., Kamel R., Mahfouz M. (2020) Engineering herbicide resistance via prime editing in rice. Plant Biotechnol. J. 18(12), 2370–2372.
  24. Li H. Li J. Chen J. Yan L. Xia L. (2020) Precise modifications of both exogenous and endogenous genes in rice by prime editing. Mol. Plant. 13(5), 671–674.
  25. Tang X., Sretenovic S., Ren Q., Jia X., Li M., Fan T., Yin D., Xiang S., Guo Y., Liu L., Zheng X., Qi Y., Zhang Y. (2020) Plant prime editors enable precise gene editing in rice cells. Mol. Plant. 13(5), 667–670.
  26. Chen P.J., Hussmann J.A., Yan J., Knipping F., Ravisankar P., Chen P.-F., Chen C., Nelson J.W., Newby G.A., Sahin M., Osborn M.J., Weissman J.S., Adamson B., Liu D.R. (2021) Enhanced prime editing systems by manipulating cellular determinants of editing outcomes. Cell. 184(22), 5635–5652.e29.
  27. Liu P., Liang S.-Q., Zheng C., Mintzer E., Zhao Y.G., Ponnienselvan K., Mir A., Sontheimer E.J., Gao G., Flotte T.R., Wolfe S.A., Xue W. (2021) Improved prime editors enable pathogenic allele correction and cancer modelling in adult mice. Nat. Commun, 12(1), 2121.
  28. Ferreira da Silva J., Oliveira G.P., Arasa-Verge E.A., Kagiou C., Moretton A., Timelthale G., Jiricny J., Loizou J.I. (2022) Prime editing efficiency and fidelity are enhanced in the absence of mismatch repair. Nat. Commun. 13(1), 760.
  29. Adikusuma F., Lushington C., Arudkumar J., Godahewa G.I., Chey Y.C.J., Gierus L., Piltz S., Geiger A., Jain Y., Reti D., Wilson L.O.W., Bauer D.C., Thomas P.Q. (2021) Optimized nickase- and nuclease-based prime editing in human and mouse cells. Nucl. Acids Res. 49(18), 10785–10795.
  30. Jiang T., Zhang X.-O., Weng Z., Xue W. (2022) Deletion and replacement of long genomic sequences using prime editing. Nat. Biotechnol. 40(2), 227–234.
  31. Peterka M., Akrap N., Li S., Wimberger S., Hsieh P.-P., Degtev D., Bestas B., Barr J., van de Plassche S., Mendoza-Garcia P., Šviković S., Sienski G., Firth M., Maresca M. (2022) Harnessing DSB repair to promote efficient homology-dependent and -independent prime editing. Nat. Commun. 13(1), 1240.
  32. Li X., Zhang G., Huang S., Liu Y., Tang J., Zhong M., Wang X., Sun W., Yao Y., Ji Q., Wang X., Liu J., Zhu S., Huang X. (2023) Development of a versatile nuclease prime editor with upgraded precision. Nat. Commun. 14(1), 305.
  33. Nelson J.W., Randolph P.B., Shen S.P., Everette K.A., Chen P.J., Anzalone A.V., An M., Newby G.A., Chen J.C., Hsu A., Liu D.R. (2022) Engineered pegRNAs improve prime editing efficiency. Nat. Biotechnol. 40(3), 402–410.
  34. Zou J., Meng X., Liu Q., Shang M., Wang K., Li J., Yu H., Wang C. (2022) Improving the efficiency of prime editing with epegRNAs and high-temperature treatment in rice. Sci. China Life Sci. 65(11), 2328–2331.
  35. Zhang G., Liu Y., Huang S., Qu S., Cheng D., Yao Y., Ji Q., Wang X., Huang X., Liu J. (2022) Enhancement of prime editing via xrRNA motif-joined pegRNA. Nat. Commun, 13(1), 1856.
  36. Chai Y., Jiang Y., Wang J., Qiao D., Zhang Y., Xin C., Zhou Y., Wang X.-C., Chen Q.-J. (2021) MS2 RNA aptamer enhances prime editing in rice. bioRxiv. 2021-10. https://www.biorxiv.org/content/10.1101/2021.10.20.465209v1.full.pdf
  37. Chen R., Cao Y., Liu Y., Zhao D., Li J., Cheng Z., Bi C., Zhang X. (2023) Enhancement of a prime editing system via optimal recruitment of the pioneer transcription factor P65. Nat. Commun. 14(1), 257.
  38. Li X., Zhou L., Gao B.-Q., Li G., Wang X., Wang Y., Chen J. (2022) Highly efficient prime editing by introducing same-sense mutations in pegRNA or stabilizing its structure. Nat. Commun. 13(1), 1669.
  39. Li X., Wang X., Sun W., Huang S., Zhong M., Yao Y., Ji Q., Huang X. (2022) Enhancing prime editing efficiency by modified pegRNA with RNA G-quadruplexes. J. Mol. Cell. Biol. 14(4), mjac022.
  40. Liu Y., Yang G., Huang S., Li X., Wang X., Li G., Chi T., Chen Y., Huang X., Wang X. (2021) Enhancing prime editing by Csy4-mediated processing of pegRNA. Cell Res. 31(10), 1134–1136.
  41. Liu B., Dong X., Cheng H., Zheng C., Chen Z., Rodríguez T.C., Liang S.-Q., Xue W., Sontheimer E.J. (2022) A split prime editor with untethered reverse transcriptase and circular RNA template. Nat. Biotechnol. 40(9), 1388–1393.
  42. Huang S., Zhang Z., Tao W., Liu Y., Li X., Wang X., Harati J., Wang P.-Y., Huang X., Lin C.-P. (2022) Broadening prime editing toolkits using RNA-Pol-II-driven engineered pegRNA. Mol. Ther. 30(9), 2923–2932.
  43. Xu R., Li J., Liu X., Shan T., Qin R., Wei P. (2020) Development of plant prime-editing systems for precise genome editing. Plant Commun. 1(3), 100043.
  44. Zong Y., Liu Y., Xue C., Li B., Li X., Wang Y., Li J., Liu G., Huang X., Cao X., Gao C. (2022) An engineered prime editor with enhanced editing efficiency in plants. Nat. Biotechnol. 40(9), 1394–1402.
  45. Zheng C., Liang S.Q., Liu B., Liu P., Kwan S.Y., Wolfe S.A., Xue W.A. (2022) Flexible split prime editor using truncated reverse transcriptase improves dual-AAV delivery in mouse liver. Mol. Ther. 30(3), 1343–1351.
  46. Gao Z., Ravendran S., Mikkelsen N.S., Haldrup J., Cai H., Ding X., Paludan S.R., Thomsen M.K., Mikkelsen J.G., Bak R.O. (2022) A truncated reverse transcriptase enhances prime editing by split AAV vectors. Mol. Ther. 30(9), 2942–2951.
  47. Xu W., Yang Y., Yang B., Krueger C.J., Xiao Q., Zhao S., Zhang L., Kang G., Wang F., Yi, H., Ren W., Li L., He X., Zhang C., Zhang B., Zhao J., Yang J. (2022) A design optimized prime editor with expanded scope and capability in plants. Nat. Plants. 8(1), 45–52.
  48. Li J., Chen L., Liang J., Xu R., Jiang Y., Li Y., Ding J., Li M., Qin R., Wei P. (2022) Development of a highly efficient prime editor 2 system in plants. Genome Biol. 23(1), 161.
  49. Jiang Z., Abdullah, Zhang S., Jiang Y., Liu R., Xiao Y. (2022) Development and optimization of CRISPR prime editing system in photoautotrophic сells. Molecules. 27(6), 1758.
  50. Zhuang Y., Liu J., Wu H., Zhu Q., Yan Y., Meng H., Chen P.R., Yi C. (2022) Increasing the efficiency and precision of prime editing with guide RNA pairs. Nat. Chem. Biol. 18(1), 29–37.
  51. Choi J., Chen W., Suiter C.C., Lee C., Chardon F.M., Yang W., Leith A., Daza R.M., Martin B., Shendure J. (2022) Precise genomic deletions using paired prime editing. Nat. Biotechnol. 40(2), 218–226.
  52. Wang J., He Z., Wang G., Zhang R., Duan J., Gao P., Lei X., Qiu H., Zhang C., Zhang Y., Yin H. (2022) Efficient targeted insertion of large DNA fragments without DNA donors. Nat. Methods. 19(3), 331–340.
  53. Tao R., Wang Y., Hu Y., Jiao Y., Zhou L., Jiang L., Li L., He X., Li M., Yu Y., Chen Q., Yao S. (2022) WT-PE: prime editing with nuclease wild-type Cas9 enables versatile large-scale genome editing. Sig. Transduct. Target Ther. 7(1), 108.
  54. Anzalone A.V., Gao X.D., Podracky C.J., Nelson A.T., Koblan L.W., Raguram A., Levy J.M., Mercer J.A.M., Liu D.R. (2022) Programmable deletion, replacement, integration and inversion of large DNA sequences with twin prime editing. Nat. Biotechnol. 40(5), 731–740.
  55. Tao R., Wang Y., Jiao Y., Hu Y., Li L., Jiang L., Zhou L., Qu J., Chen Q., Yao S. (2022) Bi-PE: bi-directional priming improves CRISPR/Cas9 prime editing in mammalian cells. Nucl. Acids Res. 50(11), 6423–6434.
  56. Kweon J., Hwang H.-Y., Ryu H., Jang A.-H., Kim D., Kim Y. (2023) Targeted genomic translocations and inversions generated using a paired prime editing strategy. Mol. Ther. 31(1), 249–259.
  57. Lin Q., Jin S., Zong Y., Yu H., Zhu Z., Liu G., Kou L., Wang Y., Qiu J.-L., Li J., Gao C. (2021) High-efficiency prime editing with optimized, paired pegRNAs in plants. Nat. Biotechnol. 39(8), 923–927.
  58. Collias D., Beisel C.L. (2021) CRISPR technologies and the search for the PAM-free nuclease. Nat. Commun. 12(1), 555.
  59. Kweon J., Yoon J.-K., Jang A.-H., Shin H.R., See J.-E., Jang G., Kim J.-I., Kim Y. (2021) Engineered prime editors with PAM flexibility. Mol. Ther. 29(6), 2001–2007.
  60. Oh Y., Lee W., Hur J.K., Song W.J., Lee Y., Kim H., Gwon L.W., Kim Y.-H., Park Y.-H., Kim C.H., Lim K.-S., Song B.-S., Huh J.-W., Kim S.-U., Jun B.-H., Jung C., Lee S.H. (2022) Expansion of the prime editing modality with Cas9 from Francisella novicida. Genome Biol. 23(1), 92.
  61. Hua K., Jiang Y., Tao X., Zhu J. (2020) Precision genome engineering in rice using prime editing system. Plant Biotechnol. J. 18(11), 2167–2169.
  62. Grünewald J., Miller B.R., Szalay R.N., Cabeceiras P.K., Woodilla C.J., Holtz E.J.B., Petri K., Joung J.K. (2022) Engineered CRISPR prime editors with compact, untethered reverse transcriptases. Nat. Biotechnol. 41, 337‒343.
  63. Zhi S., Chen Y., Wu G., Wen J., Wu J., Liu Q., Li Y., Kang R., Hu S., Wang J., Liang P., Huang J. (2022) Dual-AAV delivering split prime editor system for in vivo genome editing. Mol. Ther. 30(1), 283–294.
  64. Böck D., Rothgangl T., Villiger L., Schmidheini L., Matsushita M., Mathis N., Ioannidi E., Rimann N., Grisch-Chan H.M., Kreutzer S., Kontarakis Z., Kopf M., Thöny B., Schwank G. (2022) In vivo prime editing of a metabolic liver disease in mice. Sci. Transl. Med. 14(636), eabl9238.
  65. Song M., Lim J.M., Min S., Oh J.-S., Kim D.Y., Woo J.-S., Nishimasu H., Cho S.-R., Yoon S., Kim H.H. (2021) Generation of a more efficient prime editor 2 by addition of the Rad51 DNA-binding domain. Nat. Commun. 12(1), 5617.
  66. Velimirovic M., Zanetti L.C., Shen M.W., Fife J.D., Lin L., Cha M., Akinci E., Barnum D., Yu T., Sherwood R.I. (2022) Peptide fusion improves prime editing efficiency. Nat. Commun. 13(1), 3512.
  67. Liu N., Zhou L., Lin G., Hu Y., Jiao Y., Wang Y., Liu J., Yang S., Yao S. (2022) HDAC inhibitors improve CRISPR-Cas9 mediated prime editing and base editing. Mol. Ther.–Nucl. Acids. 29, 36–46.
  68. Park S.-J., Jeong T.Y., Shin S.K., Yoon D.E., Lim S.-Y., Kim S.P., Choi J., Lee H., Hong J.-I., Ahn J., Seong J.K., Kim K. (2021) Targeted mutagenesis in mouse cells and embryos using an enhanced prime editor. Genome Biol. 22(1), 170.
  69. Dahlman J.E., Abudayyeh O.O., Joung J., Gootenberg J.S., Zhang F., Konermann S. (2015) Orthogonal gene knockout and activation with a catalytically active Cas9 nuclease. Nat. Biotechnol. 33(11), 1159–1161.
  70. Liu G., Yin K., Zhang Q., Gao C., Qiu J.L. (2019) Modulating chromatin accessibility by transactivation and targeting proximal dsgRNAs enhances Cas9 editing efficiency in vivo. Genome Biol. 20, 145.
  71. Eggenschwiler R., Gschwendtberger T., Felski C., Jahn C., Langer F., Sterneckert,J., Hermann A., Lühmann J., Steinemann D., Haase A., Martin U., Petri S., Cantz T. (2021) A selectable all-in-one CRISPR prime editing piggyBac transposon allows for highly efficient gene editing in human cell lines. Sci. Rep. 11(1), 22154.
  72. Nishizawa‐Yokoi A., Toki S. (2021) A piggyBac‐mediated transgenesis system for the temporary expression of CRISPR/Cas9 in rice. Plant Biotechnol. J. 19(7), 1386–1395.
  73. Кулуев Б.Р., Гумерова Г.Р., Михайлова Е.В., Геращенков Г.А., Рожнова Н.А., Вершинина З.Р., Князев А.В., Матниязов Р.Т., Баймиев Ан.Х., Баймиев Ал.Х., Чемерис А.В. (2019) Доставка CRISPR/CAS-компонентов в клетки высших растений для редактирования их геномов. Физиология растений. 66(5), 339‒353.
  74. Михайлова Е.В., Хуснутдинов Э.А., Чемерис А.В., Кулуев Б.Р. (2022) Доступный арсенал для CRISPR/Cas геномного редактирования растений. Физиология растений. 69(1), 38‒53.
  75. Petri K., Zhang W., Ma J., Schmidts A., Lee H., Horng J.E., Kim D.Y., Kurt I.C., Clement K., Hsu J.Y., Pinello L., Maus M.V., Joung J.K., Yeh J.-R.J. (2022) CRISPR prime editing with ribonucleoprotein complexes in zebrafish and primary human cells. Nat. Biotechnol. 40(2), 189–193.
  76. Simon D.A., Tálas A., Kulcsár P.I., Biczók Z., Krausz S.L., Várady G., Welker E. (2022) PEAR, a flexible fluorescent reporter for the identification and enrichment of successfully prime edited cells. eLife. 11, e69504.
  77. Schene I.F., Joore I.P., Baijens J.H.L., Stevelink R., Kok G., Shehata S., Ilcken E.F., Nieuwenhuis E.C.M., Bolhuis D.P., van Rees R.C.M., Spelier S.A., van der Doef H.P.J., Beekman J.M., Houwen R.H.J., Nieuwenhuis E.E.S., Fuchs S.A. (2022) Mutation-specific reporter for optimization and enrichment of prime editing. Nat. Commun. 13(1), 1028.
  78. Levesque S., Mayorga D., Fiset J.-P., Goupil C., Duringer A., Loiselle A., Bouchard E., Agudelo D., Doyon Y. (2022) Marker-free co-selection for successive rounds of prime editing in human cells. Nat. Commun. 13(1), 5909.
  79. Jiao Y., Zhou L., Tao R., Wang Y., Hu Y., Jiang L., Li L., Yao S. (2021) Random-PE: an efficient integration of random sequences into mammalian genome by prime editing. Mol. Biomed. 2(1), 36.
  80. Choi J., Chen W., Minkina A., Chardon F.M., Suiter C.C., Regalado S.G., Domcke S., Hamazaki N., Lee C., Martin B., Daza R.M., Shendure J. (2022) A time-resolved, multi-symbol molecular recorder via sequential genome editing. Nature. 608(7921), 98–107.
  81. Hwang G.H., Jeong Y.K., Habib O., Hong S.A., Lim K., Kim J.S., Bae S. (2021) PE-Designer and PE-Analyzer: web-based design and analysis tools for CRISPR prime editing. Nucl. Acids Res. 49(W1), W499–W504.
  82. Chow R.D., Chen J.S., Shen J., Chen S. (2020) A web tool for the design of prime-editing guide RNAs. Nat. Biomed. Eng. 5(2), 190–194.
  83. Hsu J.Y., Grünewald J., Szalay R., Shih J., Anzalone A.V., Lam K.C., Shen M.W., Petri K., Liu D.R., Joung J.K., Pinello L. (2021) PrimeDesign software for rapid and simplified design of prime editing guide RNAs. Nat. Commun. 12(1), 1034.
  84. Anderson M.V., Haldrup J., Thomsen E.A., Wolff J.H., Mikkelsen J.G. (2021) pegIT – a web-based design tool for prime editing. Nucl. Acids Res. 49(W1), W505–W509.
  85. Siegner S.M., Karasu M.E., Schröder M.S., Kontarakis Z., Corn J.E. (2021) PnB Designer: a web application to design prime and base editor guide RNAs for animals and plants. BMC Bioinformatics. 22(1), 101.
  86. Li Y., Chen J., Tsai S.Q., Cheng Y. (2021) Easy-Prime: a machine learning–based prime editor design tool. Genome Biol. 22(1), 235.
  87. Bhagwat A.M., Graumann J., Wiegandt R., Bentsen M., Welker J., Kuenne C., Preussner J., Braun T., Looso M. (2020) multicrispr: gRNA design for prime editing and parallel targeting of thousands of targets. Life Sci. Alliance. 3(11), e202000757.
  88. Standage-Beier K., Tekel S.J., Brafman D.A., Wang X. (2021) Prime editing guide RNA design automation using PINE-CONE. ACS Synth. Biol. 10(2), 422–427.
  89. Mathis N., Allam A., Kissling L., Marquart K.F., Schmidheini L., Solari C., Balázs Z., Krauthammer M., Schwank G. (2023) Predicting prime editing efficiency and product purity by deep learning. Nat. Biotechnol. 41, 1151–1159.
  90. Kwon J., Kim M., Bae S., Jo A., Kim Y., Lee J.K. (2022) TAPE-seq is a cell-based method for predicting genome-wide off-target effects of prime editor. Nat. Commun. 13(1), 7975.
  91. Li Z., Ma R., Liu D., Wang M., Zhu T., Deng Y. (2022) A straightforward plant prime editing system enabled highly efficient precise editing of rice Waxy gene. Plant Sci. 323, 111400.
  92. Jiang Y.-Y., Chai Y.-P., Lu M.-H., Han X.-L., Lin Q., Zhang Y., Zhang Q., Zhou Y., Wang X.-C., Gao C., Chen Q.-J. (2020) Prime editing efficiently generates W542L and S621I double mutations in two ALS genes in maize. Genome Biol. 21(1), 257.
  93. Qiao D., Wang J., Lu M., Xin C., Chai Y., Jiang Y., Sun W., Cao Z., Guo S., Wang X., Chen Q. (2023) Optimized prime editing efficiently generates heritable mutations in maize. J. Integr. Plant Biol. 65(4), 900‒906.
  94. Wang L., Kaya H.B., Zhang N., Rai R., Willmann M.R., Carpenter S.C.D., Read A.C., Martin F., Fei Z., Leach J.E., Martin G.B., Bogdanove A.J. (2021) Spelling changes and fluorescent tagging with prime editing vectors for plants. Front. Genome Ed. 3, 617553.
  95. Biswas S., Bridgeland A., Irum S., Thomson M.J., Septiningsih E.M. (2022) Optimization of prime editing in rice, peanut, chickpea, and cowpea protoplasts by restoration of GFP activity. Int. J. Mol. Sci. 23(17), 9809.
  96. Perroud P.-F., Guyon-Debast A., Veillet F., Kermarrec M.-P., Chauvin L., Chauvin J.-E., Gallois J.-L., Nogué F. (2022) Prime editing in the model plant Physcomitrium patens and its potential in the tetraploid potato. Plant Sci. 316, 111162.
  97. Кропочева Е.В., Лисицкая Л.А., Агапов А.А., Мусабиров А.А., Кульбачинский А.В., Есюнина Д.М. (2022) Прокариотические белки-аргонавты как инструмент биотехнологии. Молекуляр. биология. 56(6), 915–936.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Схематичное изображение процесса прайм-редактирования геномной ДНК. HA – гомологичное плечо; RTT – матрица для обратной транскриптазы; edit – участок, содержащий мутации, который планируется внести в геном; PBS – сайт связывания праймера (другие пояснения в тексте).

Скачать (223KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Схематичное изображение процесса парного прайм-редактирования геномной ДНК с использованием двух никаз. – гомологичное плечо; RTT – матрица для обратной транскриптазы; edit – участок последовательности, содержащий мутации, которые планируется внести в геном; PBS – сайт связывания праймера (другие пояснения в тексте).

Скачать (297KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024