Применение гигантского комбинационного рассеяния для повышения чувствительности МТТ-теста

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

В настоящее время при лечении инфекционных заболеваний часто применяют эмпирические схемы терапии, не основанные на данных о резистентности возбудителя. Одна из главных причин необоснованного назначения антибактериальных препаратов – отсутствие быстрых и в то же время универсальных методов определения антибиотикорезистентности патогена. Наиболее широко применяемые культуральные технологии, такие как метод микроразведений, требуют длительного времени для наращивания нужного количества бактериальных клеток. Менее времязатратные методы оценки резистентности (геномные или протеомные) базируются на определении специфических маркеров (генов устойчивости, сверхэкспрессии определенных белков и др.); при этом конкретный протокол чаще всего применим к узкому числу как штаммов микроорганизмов, так и антибиотиков. Ранее нами продемонстрирована возможность применения технологии спектроскопии комбинационного рассеяния (КР) света для количественного определения продукта жизнедеятельности бактериальных клеток в МТТ-тесте – формазана, – причем напрямую, в клеточной суспензии. Отсутствие стадии выделения формазана упрощает анализ и повышает его точность. Время проведения исследования не превышало 2 ч при сохранении универсальности самого МТТ-теста. К ограничениям разработанного протокола по КР-детекции результатов МТТ-теста следует отнести высокий порог чувствительности по концентрации бактериальных клеток – 107 КОЕ/мл, в связи с чем образцы с низким содержанием бактерий проходят предварительную стадию культивирования. Здесь мы предлагаем способ повышения чувствительности определения формазана за счет использования эффекта гигантского комбинационного рассеяния (ГКР) на наночастицах золота. В результате проведенного исследования подобраны оптимальные условия проведения ГКР-спектроскопии формазана как в растворе, так и в суспензии клеток Escherichia coli. Усиление сигнала формазана за счет применения ГКР на наночастицах золота позволило снизить порог чувствительности по числу бактериальных клеток в образце не менее чем в 30 раз – до 3 × 105 КОЕ/мл. Такая чувствительность не предел возможности разработанного протокола ГКР – введение в эксперимент других типов наночастиц, например оптимизированных по форме, размеру, концентрации, может дать дополнительное усиление ГКР-сигнала.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

В. А. Мушенков

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Автор, ответственный за переписку.
Email: vladimir.mushenkov@mail.ru
Россия, Москва, 119991

Д. А. Лукьянов

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова; Сколковский институт науки и технологий

Email: vladimir.mushenkov@mail.ru
Россия, Москва, 119991; Москва, 121205

Н. Ф. Мещерякова

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Email: vladimir.mushenkov@mail.ru
Россия, Москва, 119991

В. И. Кукушкин

Институт физики твердого тела им. Ю.А. Осипьяна Российской академии наук

Email: vladimir.mushenkov@mail.ru
Россия, Московская область, Черноголовка, 142432

Е. Г. Завьялова

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Email: vladimir.mushenkov@mail.ru
Россия, Москва, 119991

Список литературы

  1. Walsh T.R., Gales A.C., Laxminarayan R., Dodd P.C. (2023) Antimicrobial resistance: addressing a global threat to humanity. PLoS Med. 20(7), e1004264.
  2. Ranjbar R., Alam M. (2024) Antimicrobial Resistance Collaborators (2022). (2023) Global burden of bacterial antimicrobial resistance in 2019: a systematic analysis. Evid. Based Nurs. 2023, ebnurs-2022–103540. https://doi.org/ 10.1136/ebnurs-2022-103540
  3. O’Neill J. (2016) Tackling Drug-Resistant Infections Globally: Final Report and Recommendations. https://apo.org.au/node/63983
  4. Klein E.Y., Van Boeckel T.P., Martinez E.M., Pant S., Gandra S., Levin S.A., Goossens H., Laxminarayan R. (2018) Global increase and geographic convergence in antibiotic consumption between 2000 and 2015. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 115(15), E3463–E3470.
  5. Durand G.A., Raoult D., Dubourg G. (2019) Antibiotic discovery: history, methods and perspectives. Int. J. Antimicrob. Agents. 53(4), 371–382.
  6. de Kraker M.E.A., Lipsitch M. (2021) Burden of antimicrobial resistance: compared to what? Epidemiol. Rev. 43(1), 53–64.
  7. Hanberger H., Walther S., Leone M., Barie P.S., Rello J., Lipman J., Marshall J.C., Anzueto A., Sakr Y., Pickkers P. (2011) Increased mortality associated with meticillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) infection in the Intensive Care Unit: results from the EPIC II study. Int. J. Antimicrob. Agents. 38(4), 331–335.
  8. Yang C.C., Sy C.L., Huang Y.C., Shie S.S., Shu J.C., Hsieh P.H., Hsiao C.H., Chen C.J. (2018) Risk factors of treatment failure and 30-day mortality in patients with bacteremia due to MRSA with reduced vancomycin susceptibility. Sci. Rep. 8(1), 7868.
  9. Dellinger R.P., Levy M.M., Carlet J.M., Bion J., Parker M.M., Jaeschke R., Reinhart K., Angus D.C., Brun-Buisson C., Beale R. (2008) Surviving Sepsis Campaign: international guidelines for management of severe sepsis and septic shock: 2008. Crit. Care Med. 36(1), 296–327.
  10. Chen H.C., Lin W.L., Lin C.C., Hsieh W.H., Hsieh C.H., Wu M.H., Wu J.Y., Lee C.C. (2013) Outcome of inadequate empirical antibiotic therapy in emergency department patients with community-onset bloodstream infections J. Antimicrob. Chemother. 68(4), 947–953.
  11. Dickinson J.D., Kollef M.H. (2011) Early and adequate antibiotic therapy in the treatment of severe sepsis and septic shock. Curr. Infect. Dis. Rep. 13, 399–405.
  12. Goneau L.W., Delport J., Langlois L., Poutanen S.M., Razvi H., Reid G., Burton J.P. (2020) Issues beyond resistance: inadequate antibiotic therapy and bacterial hypervirulence. FEMS Microbes. 1(1), xtaa004.
  13. Reller L.B., Weinstein M., Jorgensen J.H., Ferraro M.J. (2009) Antimicrobial susceptibility testing: a review of general principles and contemporary practices. Clin. Infect. Dis. 49(11), 1749–1755.
  14. Khan Z.A., Siddiqui M.F., Park S. (2019) Current and emerging methods of antibiotic susceptibility testing. Diagnostics (Basel). 9(2), 49.
  15. Steingart K.R., Schiller I., Horne D.J., Pai M., Boehme C.C., Dendukuri N. (2014) Xpert® MTB/RIF assay for pulmonary tuberculosis and rifampicin resistance in adults. Cochrane Database Syst. Rev. 2014(1), CD009593.
  16. Kumar P., Nagarajan A., Uchil P.D. (2018) Analysis of cell viability by the MTT assay. Cold Spring Harb. Protoc. 2018(6), pdb-prot095505.
  17. Van Meerloo J., Kaspers G.J.L., Cloos J. (2011) Cell sensitivity assays: the MTT assay. Methods Mol. Biol. 2011, 237–245.
  18. Bahuguna A., Khan I., Bajpai V.K., Kang S.C. (2017) MTT assay to evaluate the cytotoxic potential of a drug. Bangl. J. Pharm. 12(2), 115–118.
  19. Tolosa L., Donato M. T., Gómez-Lechón M. J. (2015) General cytotoxicity assessment by means of the MTT assay. Methods Mol. Biol. 2015, 333–348.
  20. Weichert H., Blechschmidt I., Schröder S., Ambrosius H. (1991) The MTT-assay as a rapid test for cell proliferation and cell killing: application to human peripheral blood lymphocytes (PBL). Allerg. Immunol. (Leipz). 37(3–4), 139–144.
  21. Molaae N., Mosayebi G., Pishdadian A., Ejtehadifar M., Ganji A. (2017) Evaluating the proliferation of human peripheral blood mononuclear cells using MTT assay. Int. J. Basic Sci. Med. 2(1), 25–28.
  22. Cole S.P.C. (1986) Rapid chemosensitivity testing of human lung tumor cells using the MTT assay. Cancer Chemother. Pharmacol. 17(3), 259–263.
  23. Campling B.G., Pym J., Baker H.M., Cole S.P.C., Lam Y.M. (1991) Chemosensitivity testing of small cell lung cancer using the MTT assay. Br. J. Cancer. 63(1), 75–83.
  24. Grela E., Kozłowska J., Grabowiecka A. (2018) Current methodology of MTT assay in bacteria — a review. Acta Histochem. 120(4), 303–311.
  25. Montoro E., Lemus D., Echemendia M., Martin A., Portaels F., Palomino J.C. (2005) Comparative evaluation of the nitrate reduction assay, the MTT test, and the resazurin microtitre assay for drug susceptibility testing of clinical isolates of Mycobacterium tuberculosis. J. Antimicrob. Chemother. 55(4), 500–505.
  26. Mshana R.N., Tadesse G., Abate G., Miörner H. (1998) Use of 3–(4, 5-dimethylthiazol-2-yl)-2, 5-diphenyl tetrazolium bromide for rapid detection of rifampin-resistant Mycobacterium tuberculosis. J. Clin. Microbiol. 36(5), 1214–1219.
  27. Moodley S., Koorbanally N.A., Moodley T., Ramjugernath D., Pillay M. (2014) The 3-(4, 5-dimethylthiazol-2-yl)-2, -5-diphenyl tetrazolium bromide (MTT) assay is a rapid, cheap, screening test for the in vitro anti-tuberculous activity of chalcones. J. Microbiol. Methods. 104, 72–78.
  28. Shi L., Ge H.M., Tan S.H., Li H.Q., Song Y.C., Zhu H.L., Tan R.X. (2007) Synthesis and antimicrobial activities of Schiff bases derived from 5-chloro-salicylaldehyde. Eur. J. Med. Chem. 42(4), 558–564.
  29. Brambilla E., Ionescu A., Cazzaniga G., Edefonti V., Gagliani M. (2014) The influence of antibacterial toothpastes on in vitro Streptococcus mutans biofilm formation: a continuous culture study. Am. J. Dent. 27(3), 160–166.
  30. Stevens M.G., Olsen S.C. (1993) Comparative analysis of using MTT and XTT in colorimetric assays for quantitating bovine neutrophil bactericidal activity. J. Immunol. Methods. 157(1–2), 225–231.
  31. Stevens M.G., Kehrli Jr M.E., Canning P.C. (1991) A colorimetric assay for quantitating bovine neutrophil bactericidal activity. Vet. Immunol. Immunopathol. 28(1), 45–56.
  32. Kudelski A. (2008) Analytical applications of Raman spectroscopy. Talanta. 76(1), 1–8.
  33. Kuhar N., Sil S., Umapathy S. (2021) Potential of Raman spectroscopic techniques to study proteins. Spectrochim. Acta A Mol. Biomol. Spectrosc. 258, 119712.
  34. Martinez M.G., Bullock A.J., MacNeil S., Rehman I.U. (2019) Characterisation of structural changes in collagen with Raman spectroscopy. Appl. Spectrosc. Rev. 54(6), 509–542.
  35. Beljebbar A., Bouché O., Diébold M.D., Guillou P.J., Palot J.P., Eudes D., Manfait M. (2009) Identification of Raman spectroscopic markers for the characterization of normal and adenocarcinomatous colonic tissues. Crit. Rev. Oncol. Hematol. 72(3), 255–264.
  36. Depciuch J., Kaznowska E., Zawlik I., Wojnarowska R., Cholewa M., Heraud P., Cebulski J. (2016) Application of Raman spectroscopy and infrared spectroscopy in the identification of breast cancer. Appl. Spectrosc. 70(2), 251–263.
  37. Chan J.W., Taylor D.S., Lane S.M., Zwerdling T., Tuscano J., Huser T. (2008) Nondestructive identification of individual leukemia cells by laser trapping Raman spectroscopy. Anal. Chem. 80(6), 2180–2187.
  38. Pahlow S., Meisel S., Cialla-May D., Weber K., Rösch P., Popp J. (2015) Isolation and identification of bacteria by means of Raman spectroscopy. Adv. Drug. Deliv. Rev. 89, 105–120.
  39. Stöckel S., Kirchhoff J., Neugebauer U., Rösch P., Popp J. (2016) The application of Raman spectroscopy for the detection and identification of microorganisms. J. Raman. Spectrosc. 47(1), 89–109.
  40. Riss T. (2017) Is your MTT assay really the best choice? Promega Corporation website http://www.promega.in/resources/pubhub/is-your-mtt-assay-really-the-best-choice/
  41. Mao Z., Liu Z., Chen L., Yang J., Zhao B., Jung Y.M., Wang X., Zhao C. (2013) Predictive value of the surface-enhanced resonance Raman scattering-based MTT assay: a rapid and ultrasensitive method for cell viability in situ. Anal. Chem. 85(15), 7361–7368.
  42. Mao Z., Liu Z., Yang J., Han X., Zhao B., Zhao C. (2018). In situ semi-quantitative assessment of single-cell viability by resonance Raman spectroscopy. Chem. Commun. (Camb.). 54(52), 7135–7138.
  43. Wilson M.L., Gaido L. (2004) Laboratory diagnosis of urinary tract infections in adult patients. Clin. Infect. Dis. 38(8), 1150–1158.
  44. Lamy B., Dargère S., Arendrup M.C., Parienti J.J., Tattevin P. (2016) How to optimize the use of blood cultures for the diagnosis of bloodstream infections? A state-of-the art. Front. Microbiol. 7, 191111.
  45. Stiles P.L., Dieringer J.A., Shah N.C., Van Duyne R.P. (2008) Surface-enhanced Raman spectroscopy. Annu. Rev. Anal. Chem. 1, 601–626.
  46. Bell S.E.J., Charron G., Cortés E., Kneipp J., de la Chapelle M.L., Langer J., Procházka M., Tran V., Schlücker S. (2020) Towards reliable and quantitative surface‐enhanced Raman scattering (SERS): from key parameters to good analytical practice. Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 59(14), 5454–5462.
  47. Lin C., Li Y., Peng Y., Zhao S., Xu M., Zhang L., Huang Z., Shi J., Yang Y. (2023) Recent development of surface-enhanced Raman scattering for biosensing. J. Nanobiotechnology. 21(1), 149.
  48. Eilers P.H.C. (2003) A perfect smoother. Anal. Chem. 75(14), 3631–3636.
  49. Baek S.J., Park A., Ahn Y.J., Choo J. (2015) Baseline correction using asymmetrically reweighted penalized least squares smoothing. Analyst. 140(1), 250–257.
  50. Frens G. (1973) Controlled nucleation for the regulation of the particle size in monodisperse gold suspensions. Nat. Phys. Sci. 241(105), 20–22.
  51. Hong S., Li X. (2013) Optimal size of gold nanoparticles for surface‐enhanced Raman spectroscopy under different conditions. J. Nanomater. 2013(1), 790323.
  52. Gerlier D., Thomasset N. (1986) Use of MTT colorimetric assay to measure cell activation. J. Immunol. Methods. 94(1–2), 57–63.
  53. Baba T., Ara T., Hasegawa M., Takai Y., Okumura Y., Baba M., Datsenko K.A., Tomita M., Wanner B.L., Mori H. (2006) Construction of Escherichia coli K‐12 in‐frame, single‐gene knockout mutants: the Keio collection. Mol. Syst. Biol. 2(1), 2006–2008.
  54. Kumari G., Kandula J., Narayana C. (2015) How far can we probe by SERS? J. Phys. Chem. C. 119(34), 20057–20064.
  55. Xu W., Shi D., Chen K., Palmer J., Popovich D.G. (2023) An improved MTT colorimetric method for rapid viable bacteria counting. J. Microbiol. Methods. 214, 106830.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Приложение
Скачать (522KB)
Метаданные
3. Рис. 1. Реакция восстановления МТТ.

Скачать (137KB)
Метаданные
4. Рис. 2. Подбор концентрации наночастиц золота для усиления сигнала формазана в ГКР-спектре.

Скачать (215KB)
Метаданные
5. Рис. 3. Подбор времени инкубации формазана с наночастицами золота для усиления сигнала в ГКР-спектре.

Скачать (207KB)
Метаданные
6. Рис. 4. ГКР-спектр формазана (концентрация 1.25 мкг/мл). Характеристические пики формазана подписаны; длина волны возбуждающего излучения ‒ 638 нм.

Скачать (160KB)
Метаданные
7. Рис. 5. Сравнительный анализ ГКР- и КР-спектров формазана.

Скачать (190KB)
Метаданные
8. Рис. 6. Сравнение чувствительности ГКР- и КР-спектроскопии для определения концентрации формазана, образовавшегося из МТТ в жизнеспособных клетках E. coli.

Скачать (193KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024