Производное нейротоксина BeM9 раскрывает особенности взаимодействия с изоформой натриевых каналов Naᵥ 1.5

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

α-Нейротоксины скорпионов – классические лиганды потенциал-чувствительных натриевых каналов, ингибирующие их инактивацию. Сила этого эффекта зависит от организма и изоформы каналов, а точные механизмы, объясняющие различия в активности, пока еще не известны. Ранее мы показали, что α-токсинам скорпионов свойственно модульное строение. Они состоят из консервативного, структурно устойчивого сердцевинного модуля и лабильного модуля специфичности, который обладает высокой вариабельностью и определяет селективность в отношении разных каналов. При этом у токсинов, предпочтительно воздействующих на каналы млекопитающих (“млекотоксинов”), мы отметили более высокую подвижность модуля специфичности по сравнению с инсектотоксинами, высокоактивными в отношении насекомых. Мы предположили, что эта подвижность у млекотоксинов увеличена благодаря двум консервативным остаткам глицина, ограничивающим N-концевую петлю модуля специфичности. Для проверки этого предположения мы получили производное нейротоксина BeM9 из яда скорпиона Mesobuthus eupeus с двумя заменами аминокислотных остатков в соответствующих позициях на глицин (A4G и Y17G). Неожиданно оказалось, что полученный нами полипептид BeM9GG утратил активность в отношении изоформы каналов Nav1.5, характерной для сердечной мускулатуры млекопитающих. Сравнение двух известных структур комплексов потенциал-чувствительных натриевых каналов с токсинами скорпионов позволило объяснить наблюдаемый эффект. Мы предполагаем существенную роль мембраны во взаимодействии токсинов с изоформой Nav1.5.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

М. А. Черных

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН

Email: avas@ibch.ru
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10

М. А. Дюжева

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН; Российский химико-технологический университет им. Д.И. Менделеева

Email: avas@ibch.ru
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10; 125047 Москва, Миусская площадь, 9

Н. А. Кульдюшев

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН

Email: avas@ibch.ru
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10

С. Пеньёр

Лёвенский университет, ON II

Email: avas@ibch.ru
Бельгия, Herestraat 49, box 922, 3000, Лёвен

А. А. Беркут

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН

Email: avas@ibch.ru
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10

Я. Титгат

Лёвенский университет, ON II

Email: avas@ibch.ru
Бельгия, Herestraat 49, box 922, 3000, Лёвен

А. А. Василевский

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: avas@ibch.ru
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10

А. О. Чугунов

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН

Email: avas@ibch.ru
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10

Список литературы

  1. Jiang D., Zhang J., Xia Z. // Front Pharmacol. 2022. V. 13. P. 908867. https://doi.org/10.3389/fphar.2022.908867
  2. Catterall W.A. // Channels (Austin). 2023. V. 17. P. 2281714. https://doi.org/10.1080/19336950.2023.2281714
  3. Zhu S., Peigneur S., Gao B., Lu X., Cao C., Tytgat J. // Mol. Cell Proteomics. 2012. V. 11. P. M111.012054. https://doi.org/10.1074/mcp.m111.012054
  4. Durek T., Vetter I., Wang C.-I.A., Motin L., Knapp O., Adams D.J., Lewis R.J., Alewood P.F. // ACS Chem. Biol. 2013. V. 8. P. 1215–1222. https://doi.org/10.1021/cb400012k
  5. Chugunov A.O., Koromyslova A.D., Berkut A.A., Peigneur S., Tytgat J., Polyansky A.A., Pentkovsky V.V., Vassilevski A.A., Grishin E.V., Efremov R.G. // J. Biol. Chem. 2013. V. 288. P. 19014–19027. https://doi.org/10.1074/jbc.m112.431650
  6. Clairfeuille T., Cloake A., Infield D.T., Llongueras J.P., Arthur C.P., Li Z.R., Jian Y., Martin-Eauclaire M.-F., Bougis P.E., Ciferri C., Ahern C.A., Bosmans F., Hackos D.H., Rohou A., Payandeh J. // Science. 2019. V. 363. P. eaav8573. https://doi.org/10.1126/science.aav8573
  7. Jiang D., Tonggu L., Gamal El-Din T.M., Banh R., Pomès R., Zheng N., Catterall W.A. // Nat. Commun. 2021. V. 12. P. 128. https://doi.org/10.1038/s41467-020-20078-3
  8. Волкова Т.М., Гарсия А.Ф.., Тележинская И.Н., Потапенко Н.А., Гришин Е.В. // Биоорг. химия. 1984. T. 10. C. 979–982.
  9. Chernykh M.A., Kuldyushev N.A., Berkut A.A., Efremov R.G., Vassilevski A.A., Chugunov A.O., Peigneur S., Tytgat J. // Russ. J. Bioorg. Chem. 2021. V. 47. P. 854–863. https://doi.org/10.1134/S1068162021040063
  10. Kuldyushev N.A., Berkut A.A., Peigneur S., Tytgat J., Grishin E.V., Vassilevski A.A. // FEBS Lett. 2017. V. 591. P. 3414–3420. https://doi.org/10.1002/1873-3468.12839
  11. Chen H., Heinemann S.H. // J. Gen. Physiol. 2001. V. 117. P. 505–518. https://doi.org/10.1085/jgp.117.6.505
  12. Chen H., Lu S., Leipold E., Gordon D., Hansel A., Heinemann S.H. // Eur. J. Neurosci. 2002. V. 16. P. 767–770. https://doi.org/10.1046/j.1460-9568.2002.02142.x
  13. Hamon A., Gilles N., Sautière P., Martinage A., Kopeyan C., Ulens C., Tytgat J., Lancelin J.-M., Gordon D. // Eur. J. Biochem. 2002. V. 269. P. 3920–3933. https://doi.org/10.1046/j.1432-1033.2002.03065.x
  14. Zhu L., Peigneur S., Gao B., Tytgat J., Zhu S. // Biochimie. 2013. V. 95. P. 1732–1740. https://doi.org/10.1016/j.biochi.2013.05.009
  15. Goudet C., Huys I., Clynen E., Schoofs L., Wang D.C., Waelkens E., Tytgat J. // FEBS Lett. 2001. V. 495. P. 61–65. https://doi.org/10.1016/s0014-5793(01)02365-1
  16. Cologna C.T., Peigneur S., Rustiguel J.K., Nonato M.C., Tytgat J., Arantes E.C. // FEBS J. 2012. V. 279. P. 1495–1504. https://doi.org/10.1111/j.1742-4658.2012.08545.x
  17. Kirsch G.E., Skattebøl A., Possani L.D., Brown A.M. // J. Gen. Physiol. 1989. V. 93. P. 67–83. https://doi.org/10.1085/jgp.93.1.67
  18. Pucca M.B., Cerni F.A., Peigneur S., Bordon K.C.F., Tytgat J., Arantes E.C. // Toxins (Basel). 2015. V. 7. P. 2534–2550. https://doi.org/10.3390/toxins7072534
  19. Pucca M.B., Peigneur S., Cologna C.T., Cerni F.A., Zoccal K.F., Bordon K. de C.F., Faccioli L.H., Tytgat J., Arantes E.C. // Biochimie. 2015. V. 115. P. 8–16. https://doi.org/10.1016/j.biochi.2015.04.010
  20. Shlyapnikov Y.M., Andreev Y.A., Kozlov S.A., Vassilevski A.A., Grishin E.V. // Protein Expr. Purif. 2008. V. 60. P. 89–95. https://doi.org/10.1016/j.pep.2008.03.011
  21. Studier F.W., Moffatt B.A. // J. Mol. Biol. 1986. V. 189. P. 113–130. https://doi.org/10.1016/0022-2836(86)90385-2
  22. Hochuli E., Bannwarth W., Döbeli H., Gentz R., Stüber D. // Nat. Biotechnol. 1988. V. 6. P. 1321–1325. https://doi.org/10.1038/nbt1188-1321
  23. Andreev Y.A., Kozlov S.A., Vassilevski A.A., Grishin E.V. // Anal. Biochem. 2010. V. 407. P. 144–146. https://doi.org/10.1016/j.ab.2010.07.023
  24. Kuzmenkov A.I., Sachkova M.Y., Kovalchuk S.I., Grishin E.V., Vassilevski A.A. // Biochem. J. 2016. V. 473. P. 2495–2506. https://doi.org/10.1042/bcj20160436
  25. Webb B., Sali A. // Curr. Protoc. Bioinformatics. 2016. V. 54. P. 5.6.1–5.6.37. https://doi.org/10.1002/cpbi.3
  26. Abraham M.J., Murtola T., Schulz R., Páll S., Smith J.C., Hess B., Lindahl E. // SoftwareX. 2015. V. 1. P. 19–25. https://doi.org/10.1016/j.softx.2015.06.001
  27. Lindorff-Larsen K., Piana S., Palmo K., Maragakis P., Klepeis J.L., Dror R.O., Shaw D.E. // Proteins. 2010. V. 78. P. 1950–1958. https://doi.org/10.1002/prot.22711
  28. Jorgensen W.L., Chandrasekhar J., Madura J.D., Impey R.W., Klein M.L. // J. Chem. Phys. 1983. V. 79. P. 926–935.
  29. Bussi G., Donadio D., Parrinello M. // J. Chem. Phys. 2007. V. 126. P. 014101. https://doi.org/10.1063/1.2408420
  30. Berendsen H.J.C., Postma J.P.M., van Gunsteren W.F., DiNola A., Haak J.R. // J. Chem. Phys. 1984. V. 81. P. 3684–3690. https://doi.org/10.1063/1.448118

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Структурные особенности α-NaTx. (а) – Сравнение аминокислотных последовательностей представителей разных групп α-NaTx. Розовым обозначена α-спираль, голубым – β-тяжи, оттенками зеленого – различные участки модуля специфичности: светлый – RT-петля, темнее – β₂–β₃-петля, темный – C-концевая область. Малиновым выделены “шарнирные” глицины (остатки 4 и 17 по нумерации Aah2); (б) – пространственная организация α-NaTx на примере млекотоксина Aah2. Цветовые обозначения аналогичны панели (а). Желтым показаны дисульфидные мостики; (в) – общий вид взаимодействия α-NaTx с натриевыми каналами на примере комплекса Lqh3–hNaᵥ1.5 [7]. Naᵥ изображен цветной поверхностью с индивидуально раскрашенными гомологичными повторами D I–IV (ПД более блеклый, ПЧД – яркий). Бордовым показан Lqh3.

Скачать (405KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Различие структуры комплексов Naᵥ с α-NaTx. (a, б) – Сайт связывания α-NaTx с Naᵥ в мембране. Голубым выделен ПЧД IV канала, зеленым – ПД I (виден гликан), розовым и малиновым показаны токсины; (в) – сравнение фрагментов аминокислотных последовательностей S2 и S3 ПЧД IV. Желтым выделены так называемые “опорные” остатки, определяющие характер посадки β₂–β₃-петли α-NaTx; (г, д) – посадка β₂–β₃-петли α-NaTx на “опорные” остатки S2–S3 ПЧД IV. Цветовые обозначения аналогичны панелям (а, б), желтым показаны “опорные” остатки.

Скачать (558KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Влияние мутации Y17G на связывание BeM9 с Naᵥ. Голубым выделен ПЧД IV канала, зеленым – ПД I, розовым – токсин BeM9, темно-красным показан остаток Y17, направленный в сторону мембраны у BeM9 и замещенный на глицин у BeM9GG. (a) – Модель комплекса BeM9–hNaᵥ1.5, полученная пространственным совмещением с Lqh3 из комплекса 7K18. Видно, что остаток Y17 у BeM9 заглублен в мембрану; (б) – модель комплекса BeM9–mNaᵥ1.6 (построение модели см. в “Эксперим. части”).

Скачать (477KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024