Архитектоника убиквитиновых цепей

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Убиквитинирование является одной из самых распространенных посттрансляционных модификаций белков, оказывающей значительное влияние на их функции, такие как стабильность, активность и клеточная локализация. Нарушения убиквитинирования и деубиквитинирования связаны с различными онкологическими и нейродегенеративными заболеваниями. Сложность убиквитиновых сигналов – моноубиквитинирование и полиубиквитинирование с разной длиной и различными типами связей между убиквитинами – определяет их универсальность и способность регулировать сотни клеточных процессов. Для глубинного понимания механизмов сборки и разборки, детектирования убиквитиновых цепей и передачи ими сигнала требуются новейшие биохимические, масс-спектрометрические и вычислительные методы. Последние научные достижения позволяют идентифицировать убиквитинирование белков и структуру цепей убиквитина, однако в этой области все еще остается немалое количество непроясненных вопросов. Настоящий обзор посвящен детальному анализу текущего понимания архитектоники убиквитиновых цепей.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

К. А. Иванова

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: anna.kudriaeva@ibch.ru
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10

А. А. Белогуров

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН

Email: alexey.belogurov.jr@gmail.com
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10

А. А. Кудряева

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН

Email: anna.kudriaeva@ibch.ru
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10

Список литературы

  1. Kudriaeva A.A., Belogurov A.A. // Biochemistry (Moscow). 2019. V. 84. P. 159–192. https://doi.org/10.1134/S0006297919140104
  2. Kudriaeva A.A., Sokolov A.V., Belogurov A.A. // Act. Nat. 2020. V. 12. P. 18–32. https://doi.org/10.32607/actanaturae.10936
  3. Kudriaeva A.A., Lipkin V.M., Belogurov A.A. // Dokl. Biochem. Biophys. 2020. V. 493. P. 193–197. https://doi.org/10.1134/S1607672920040079
  4. Bacheva A.V., Gotmanova N.N., Belogurov A.A., Kudriaeva A.A. // Biochemistry (Moscow). 2021. V. 86. P. S71–S95. https://doi.org/10.1134/S0006297921140066
  5. Komander D., Rape M. // Annu. Rev. Biochem. 2012. V. 81. P. 203–229. https://doi.org/10.1146/annurev-biochem-060310170328
  6. Yau R., Rape M. // Nat. Cell Biol. 2016. V. 18. P. 579– 586. https://doi.org/10.1038/ncb3358
  7. Kudriaeva A.A., Livneh I., Baranov M.S., Ziganshin R.H., Tupikin A.E., Zaitseva S.O., Kabilov M.R., Ciechanover A., Belogurov A.A. // Cell. Chem. Biol. 2021. V. 28. P. 1192–1205. https://doi.org/10.1016/j.chembiol.2021.02.009
  8. Huang Q., Zhang X. // Proteomics. 2020. V. 20. P. 1900100. https://doi.org/10.1002/pmic.201900100
  9. Peng J., Schwartz D., Elias J.E., Thoreen C.C., Cheng D., Marsischky G., Roelofs J., Finley D., Gygi S.P. // Nat. Biotechnol. 2003. V. 21. P. 921–926. https://doi.org/10.1038/nbt849
  10. Akimov V., Henningsen J., Hallenborg P., Rigbolt K.T.G., Jensen S.S., Nielsen M.M., Kratchmarova I., Blagoev B. // J. Proteome Res. 2014. V. 13. P. 4192–4204. https://doi.org/10.1021/pr500549h
  11. Denis N.J., Vasilescu J., Lambert J., Smith J.C., Figeys D. // Proteomics. 2007. V. 7. P. 868–874. https://doi.org/10.1002/pmic.200600410
  12. Newton K., Matsumoto M.L., Wertz I.E., Kirkpatrick D.S., Lill J.R., Tan J., Dugger D., Gordon N., Sidhu S.S., Fellouse F.A., Komuves L., French D.M., Ferrando R.E., Lam C., Compaan D., Yu C., Bosanac I., Hymowitz S.G., Kelley R.F., Dixit V.M. // Cell. 2008. V. 134. P. 668–678. https://doi.org/10.1016/j.cell.2008.07.039
  13. Hjerpe R., Aillet F., Lopitz-Otsoa F., Lang V., England P., Rodriguez M.S. // EMBO Rep. 2009. V. 10. P. 1250–1258. https://doi.org/10.1038/embor.2009.192
  14. Xolalpa W., Mata-Cantero L., Aillet F., Rodriguez M.S. // Methods Mol. Biol. 2016. P. 161–175. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-3756-1_8
  15. Mattern M., Sutherland J., Kadimisetty K., Barrio R., Rodriguez M.S. // Trends Biochem. Sci. 2019. V. 44. P. 599–615. https://doi.org/10.1016/j.tibs.2019.01.011
  16. Kadimisetty K., Sheets K.J., Gross P.H., Zerr M.J., Ouazia D. // Methods Mol. Biol. 2021. P. 185–202. https://doi.org/10.1007/978-1-0716-1665-9_10
  17. He W., Wei L., Zou Q. // Brief. Funct. Genomics. 2019. V. 18. P. 220–229. https://doi.org/10.1093/bfgp/ely039
  18. Haakonsen D.L., Rape M. // Trends Cell Biol. 2019. V. 29. P. 704–716. https://doi.org/10.1016/j.tcb.2019.06.003
  19. Hua X., Chu G.-C., Li Y.-M. // Chembiochem. 2020. V. 21. P. 3313–3318. https://doi.org/10.1002/cbic.202000295
  20. Meyer H.-J., Rape M. // Cell. 2014. V. 157. P. 910–921. https://doi.org/10.1016/j.cell.2014.03.037
  21. Fricker L.D. // J. Am. Soc. Mass Spectrom. 2015. V. 26. P. 1981–1991. https://doi.org/10.1007/s13361-015-1231-x
  22. Kim M.-S., Zhong J., Pandey A. // Proteomics. 2016. V. 16. P. 700–714. https://doi.org/10.1002/pmic.201500355
  23. Ohtake F., Saeki Y., Ishido S., Kanno J., Tanaka K. // Mol. Cell. 2016. V. 64. P. 251–266. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2016.09.014
  24. Phu L., Izrael-Tomasevic A., Matsumoto M.L., Bustos D., Dynek J.N., Fedorova A.V., Bakalarski C.E., Arnott D., Deshayes K., Dixit V.M., Kelley R.F., Vucic D., Kirkpatrick D.S. // Mol. Cell Proteomics. 2011. V. 10. P. M110.003756. https://doi.org/10.1074/mcp.M110.003756
  25. Xu P., Duong D.M., Seyfried N.T., Cheng D.., Xie Y., Robert J., Rush J., Hochstrasser M., Finley D., Peng J. // Cell. 2009. V. 137. P. 133–145. https://doi.org/10.1016/j.cell.2009.01.041
  26. Ohtake F., Tsuchiya H., Tanaka K., Saeki Y. // Methods Enzymol. 2019. V. 618. P. 105–133. https://doi.org/10.1016/bs.mie.2018.12.019
  27. Swatek K.N., Usher J.L., Kueck A.F., Gladkova C., Mevissen T.E.T., Pruneda J.N., Skern T., Komander D. // Nature. 2019. V. 572. P. 533–537. https://doi.org/10.1038/s41586-019-1482-y
  28. Kaiho-Soma A., Akizuki Y., Igarashi K., Endo A., Shoda T., Kawase Y., Demizu Y., Naito M., Saeki Y., Tanaka K., Ohtake F. // Mol. Cell. 2021. V. 81. P. 1411–1424.e7. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2021.01.023
  29. Akizuki Y., Morita M., Mori Y., Kaiho-Soma A., Dixit S., Endo A., Shimogawa M., Hayashi G., Naito M., Okamoto A., Tanaka K., Saeki Y., Ohtake F. // Nat. Chem. Biol. 2023. V. 19. P. 311–322. https://doi.org/10.1038/s41589-022-01178-1
  30. Geis-Asteggiante L., Lee A.E., Fenselau C. // Methods Enzymol. 2019. V. 626. P. 323–346. https://doi.org/10.1016/bs.mie.2019.06.025
  31. Jülg J., Edbauer D., Behrends C. // EMBO Rep. 2023. V. 24. P. e55895. https://doi.org/10.15252/embr.202255895
  32. Yau R.G., Doerner K., Castellanos E.R., Haakonsen D.L., Werner A., Wang N., Yang X.W., Martinez-Martin N., Matsumoto M.L., Dixit V.M., Rape M. // Cell. 2017. V. 171. P. 918–933.e20. https://doi.org/10.1016/j.cell.2017.09.040
  33. Deol K.K., Crowe S.O., Du J., Bisbee H.A., Guenette R.G., Strieter E.R. // Mol. Cell. 2020. V. 80. P. 796–809.e9. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2020.10.017
  34. Waltho A., Sommer T. // Methods Mol. Biol. 2023. V. 2602. P. 19–38. https://doi.org/10.1007/978-1-0716-2859-1_2
  35. Lee A.E., Geis-Asteggiante L., Dixon E.K., Kim Y., Kashyap T.R., Wang Y., Fushman D., Fenselau C. // J. Mass Spectrom. 2016. V. 51. P. 315–321. https://doi.org/10.1002/jms.3759
  36. Crowe S.O., Rana A.S.J.B., Deol K.K., Ge Y., Strieter E.R. // Anal. Chem. 2017. V. 89. P. 4428–4434. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.6b03675
  37. Sparks R.P., Fratti R. // Methods Mol. Biol. 2019. V. 1860. P. 191–198. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-8760-3_11
  38. Song A., Hazlett Z., Abeykoon D., Dortch J., Dillon A., Curtiss J., Martinez S.B., Hill C.P., Yu C., Huang L., Fushman D., Cohen R.E., Yao T. // Elife. 2021. V. 10. P. e72798. https://doi.org/10.7554/eLife.72798
  39. Seger C. // Wien. Med. Wochenschr. 2012. V. 162. P. 499–504. https://doi.org/10.1007/s10354-012-0147-3
  40. Pluska L., Jarosch E., Zauber H., Kniss A., Waltho A., Bagola K., von Delbrück M., Löhr F., Schulman B.A., Selbach M., Dötsch V., Sommer T. // EMBO J. 2021. V. 40. P. e106094. https://doi.org/10.15252/embj.2020106094
  41. Ordureau A., Sarraf S.A., Duda D.M., Heo J.-M., Jedrychowski M.P., Sviderskiy V.O., Olszewski J.L., Koerber J.T., Xie T., Beausoleil S.A., Wells J.A., Gygi S.P., Schulman B.A., Harper J.W. // Mol. Cell. 2014. V. 56. P. 360–375. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2014.09.007
  42. Durcan T.M., Tang M.Y., Pérusse J.R., Dashti E.A., Aguileta M.A., McLelland G.-L., Gros P., Shaler T.A., Faubert D., Coulombe B., Fon E.A. // EMBO J. 2014. V. 33. P. 2473–2491. https://doi.org/10.15252/embj.201489729
  43. Cunningham C.N., Baughman J.M., Phu L., Tea J.S., Yu C., Coons M., Kirkpatrick D.S., Bingol B., Corn J.E. // Nat. Cell Biol. 2015. V. 17. P. 160–169. https://doi.org/10.1038/ncb3097
  44. Kim W., Bennett E.J., Huttlin E.L., Guo A., Li J., Possemato A., Sowa M.E., Rad R., Rush J., Comb M.J., Harper J.W., Gygi S.P. // Mol. Cell. 2011. V. 44. P. 325– 340. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2011.08.025
  45. Wagner S.A., Beli P., Weinert B.T., Nielsen M.L., Cox J., Mann M., Choudhary C. // Mol. Cell Proteomics. 2011. V. 10. P. M111.013284. https://doi.org/10.1074/mcp.M111.013284
  46. Elia A.E.H., Boardman A.P., Wang D.C., Huttlin E.L., Everley R.A., Dephoure N., Zhou C., Koren I., Gygi S.P., Elledge S.J. // Mol. Cell. 2015. V. 59. P. 867– 881. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2015.05.006
  47. Akutsu M., Dikic I., Bremm A. // J. Cell Sci. 2016. V. 129. P. 875–880. https://doi.org/10.1242/jcs.183954
  48. Matsumoto M.L., Wickliffe K.E., Dong K.C., Yu C., Bosanac I., Bustos D., Phu L., Kirkpatrick D.S., Hymowitz S.G., Rape M., Kelley R.F., Dixit V.M. // Mol. Cell. 2010. V. 39. P. 477–484. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2010.07.001
  49. Rana A.S.J.B., Ge Y., Strieter E.R. // J. Proteome Res. 2017. V. 16. P. 3363–3369. https://doi.org/10.1021/acs.jproteome.7b00381
  50. van Huizen M., Kikkert M. // Front. Cell Dev. Biol. 2020. V. 7. P. 1–8. https://doi.org/10.3389/fcell.2019.00392
  51. Qin Y., Zhou M.-T., Hu M.-M., Hu Y.-H., Zhang J., Guo L., Zhong B., Shu H.-B. // PLoS Pathog. 2014. V. 10. P. e1004358. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1004358
  52. Jin S., Tian S., Chen Y., Zhang C., Xie W., Xia X., Cui J., Wang R.-F. // EMBO J. 2016. V. 35. P. 866–880. https://doi.org/10.15252/embj.201593596
  53. Gatti M., Pinato S., Maiolica A., Rocchio F., Prato M.G., Aebersold R., Penengo L. // Cell Rep. 2015. V. 10. P. 226–238. https://doi.org/10.1016/j.celrep.2014.12.021
  54. Sparrer K.M.J., Gableske S., Zurenski M.A., Parker Z.M., Full F., Baumgart G.J., Kato J., Pacheco-Rodriguez G., Liang C., Pornillos O., Moss J., Vaughan M., Gack M.U. // Nat. Microbiol. 2017. V. 2. P. 1543–1557. https://doi.org/10.1038/s41564-017-0017-2
  55. Wang Q., Liu X., Cui Y., Tang Y., Chen W., Li S., Yu H., Pan Y., Wang C. // Immunity. 2014. V. 41. P. 919–933. https://doi.org/10.1016/j.immuni.2014.11.011
  56. Zhao C., Jia M., Song H., Yu Z., Wang W., Li Q., Zhang L., Zhao W., Cao X. // Cell Rep. 2017. V. 21. P. 1613–1623. https://doi.org/10.1016/j.celrep.2017.10.020
  57. Liu H., Li M., Song Y., Xu W. // Front. Immunol. 2018. V. 9. P. 2479. https://doi.org/10.3389/fimmu.2018.02479
  58. Xue B., Li H., Guo M., Wang J., Xu Y., Zou X., Deng R., Li G., Zhu H. // J. Virol. 2018. V. 92. P. e00321-18. https://doi.org/10.1128/JVI.00321-18
  59. Jin S., Tian S., Luo M., Xie W., Liu T., Duan T., Wu Y., Cui J. // Mol. Cell. 2017. V. 68. P. 308.e4–322.e4. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2017.09.005
  60. He X., Zhu Y., Zhang Y., Geng Y., Gong J., Geng J., Zhang P., Zhang X., Liu N., Peng Y., Wang C., Wang Y., Liu X., Wan L., Gong F., Wei C., Zhong H. // EMBO J. 2019. V. 38. P. e100978. https://doi.org/10.15252/embj.2018100978
  61. Chen Y., Wang L., Jin J., Luan Y., Chen C., Li Y., Chu H., Wang X., Liao G., Yu Y., Teng H., Wang Y., Pan W., Fang L., Liao L., Jiang Z., Ge X., Li B., Wang P. // J. Exp. Med. 2017. V. 214. P. 991–1010. https://doi.org/10.1084/jem.20161387
  62. Sun H., Zhang Q., Jing Y.-Y., Zhang M., Wang H.-Y., Cai Z., Liuyu T., Zhang Z.-D., Xiong T.-C., Wu Y., Zhu Q.-Y., Yao J., Shu H.-B., Lin D., Zhong B. // Nat. Commun. 2017. V. 8. P. 15534. https://doi.org/10.1038/ncomms15534
  63. Imai J., Koganezawa Y., Tuzuki H., Ishikawa I., Sakai T. // Cell Biol. Int. 2019. V. 43. P. 1393–1406. https://doi.org/10.1002/cbin.11186
  64. Kristariyanto Y.A., Choi S.-Y., Rehman S.A.A., Ritorto M.S., Campbell D.G., Morrice N.A., Toth R., Kulathu Y. // Biochem. J. 2015. V. 467. P. 345–352. https://doi.org/10.1042/BJ20141502
  65. Michel M.A., Elliott P.R., Swatek K.N., Simicek M., Pruneda J.N., Wagstaff J.L., Freund S.M.V., Komander D. // Mol. Cell. 2015. V. 58. P. 95–109. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2015.01.042
  66. Yu Z., Chen T., Li X., Yang M., Tang S., Zhu X., Gu Y., Su X., Xia M., Li W., Zhang X., Wang Q., Cao X., Wang J. // Elife. 2016. V. 5. P. e14087. https://doi.org/10.7554/eLife.14087
  67. Fei C., Li Z., Li C., Chen Y., Chen Z., He X., Mao L., Wang X., Zeng R., Li L. // Mol. Cell. Biol. 2013. V. 33. P. 4095–4105. https://doi.org/10.1128/MCB.00418-13
  68. Kristariyanto Y.A., Abdul Rehman S.A., Campbell D.G., Morrice N.A., Johnson C., Toth R., Kulathu Y. // Mol. Cell. 2015. V. 58. P. 83–94. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2015.01.041
  69. Licchesi J.D.F., Mieszczanek J., Mevissen T.E.T., Rutherford T.J., Akutsu M., Virdee S., El Oualid F., Chin J.W., Ovaa H., Bienz M., Komander D. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2011. V. 19. P. 62–71. https://doi.org/10.1038/nsmb.2169
  70. Mevissen T.E.T., Hospenthal M.K., Geurink P.P., Elliott P.R., Akutsu M., Arnaudo N., Ekkebus R., Kulathu Y., Wauer T., El Oualid F., Freund S.M.V., Ovaa H., Komander D. // Cell. 2013. V. 154. P. 169– 184. https://doi.org/10.1016/j.cell.2013.05.046
  71. Virdee S., Ye Y., Nguyen D.P., Komander D., Chin J.W. // Nat. Chem. Biol. 2010. V. 6. P. 750–757. https://doi.org/10.1038/nchembio.426
  72. Tran H., Hamada F., Schwarz-Romond T., Bienz M. // Genes Dev. 2008. V. 22. P. 528–542. https://doi.org/10.1101/gad.463208
  73. Besche H.C., Sha Z., Kukushkin N.V., Peth A., Hock E.-M., Kim W., Gygi S., Gutierrez J.A., Liao H., Dick L., Goldberg A.L. // EMBO J. 2014. V. 33. P. 1159– 1176. https://doi.org/10.1002/embj.201386906
  74. Jin J., Xie X., Xiao Y., Hu H., Zou Q., Cheng X., Sun S.-C. // Nat. Immunol. 2016. V. 17. P. 259–268. https://doi.org/10.1038/ni.3347
  75. Kim J.-B., Kim S.Y., Kim B.M., Lee H., Kim I., Yun J., Jo Y., Oh T., Jo Y., Chae H.-D., Shin D.Y. // J. Biol. Chem. 2013. V. 288. P. 12014–12021. https://doi.org/10.1074/jbc.M112.436113
  76. Yuan W.-C., Lee Y.-R., Lin S.-Y., Chang L.-Y., Tan Y.P., Hung C.-C., Kuo J.-C., Liu C.-H., Lin M.-Y., Xu M., Chen Z.J., Chen R.-H. // Mol. Cell. 2014. V. 54. P. 586–600. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2014.03.035
  77. Kwon Y.T., Ciechanover A. // Trends Biochem. Sci. 2017. V. 42. P. 873–886. https://doi.org/10.1016/j.tibs.2017.09.002
  78. Sorada T., Morimoto D., Walinda E., Sugase K. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2021. V. 562. P. 94–99. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2021.05.031
  79. Pickart C.M., Fushman D. // Curr. Opin. Chem. Biol. 2004. V. 8. P. 610–616. https://doi.org/10.1016/j.cbpa.2004.09.009
  80. Yang W.-L., Wang J., Chan C.-H., Lee S.-W., Campos A.D., Lamothe B., Hur L., Grabiner B.C., Lin X., Darnay B.G., Lin H.-K. // Science. 2009. V. 325. P. 1134–1138. https://doi.org/10.1126/science.1175065
  81. Lim J., Yue Z. // Dev. Cell. 2015. V. 32. P. 491–501. https://doi.org/10.1016/j.devcel.2015.02.002
  82. Ohtake F., Tsuchiya H. // J. Biochem. 2017. V. 161. P. 125–133. https://doi.org/10.1093/jb/mvw088
  83. Swatek K.N., Komander D. // Cell Res. 2016. V. 26. P. 399–422. https://doi.org/10.1038/cr.2016.39
  84. Uckelmann M., Sixma T.K. // DNA Repair (Amst). 2017. V. 56. P. 92–101. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2017.06.011
  85. Nowsheen S., Aziz K., Aziz A., Deng M., Qin B., Luo K., Jeganathan K.B., Zhang H., Liu T., Yu J., Deng Y., Yuan J., Ding W., van Deursen J.M., Lou Z. // Nat. Cell Biol. 2018. V. 20. P. 455–464. https://doi.org/10.1038/s41556-018-0071-x
  86. Maspero E., Valentini E., Mari S., Cecatiello V., Soffientini P., Pasqualato S., Polo S. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2013. V. 20. P. 696–701. https://doi.org/10.1038/nsmb.2566
  87. Hospenthal M.K., Freund S.M.V., Komander D. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2013. V. 20. P. 555–565. https://doi.org/10.1038/nsmb.2547
  88. Valkevich E.M., Sanchez N.A., Ge Y., Strieter E.R. // Biochemistry. 2014. V. 53. P. 4979–4989. https://doi.org/10.1021/bi5006305
  89. Paudel P., Banos C.M., Liu Y., Zhuang Z. // ACS Chem. Biol. 2023. V. 18. P. 837–847. https://doi.org/10.1021/acschembio.2c00898
  90. Wang Y.S., Wu K.P., Jiang H.K., Kurkute P., Chen R.H. // Molecules. 2020. V. 25. P. 5200. https://doi.org/10.3390/molecules25215200
  91. Ohtake F. // Trends Biochem Sci. 2020. V. 45. P. 820821. https://doi.org/10.1016/j.tibs.2020.04.008
  92. Sun M., Zhang X. // Cell Biosci. 2022. V. 12. P. 126. https://doi.org/10.1186/s13578-022-00870-y
  93. Di Meo A., Pasic M.D., Yousef G.M. // Oncotarget. 2016. V. 7. P. 52460–52474. https://doi.org/10.18632/oncotarget.8931
  94. Neagu A.N., Jayathirtha M., Baxter E., Donnelly M., Petre B.A., Darie C.C. // Molecules. 2022. V. 27. P. 2411. https://doi.org/10.3390/molecules27082411
  95. Singh G., Kumar S., Das R. // Anal Chem. 2023. V. 95. P. 10061–10067. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.3c01425

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. (а) – В данной методике используется введение мутаций в убиквитин с последующим нанесением на ПААГ и масс-спектрометрией для выявления образования разветвленных цепей (табл. 1); (б) – представлен вариант обнаружения убиквитиновых цепей при помощи присоединенных эпитопной метки и сайта расщепления с последующей обработкой протеазой и иммуноблоттингом (табл. 1); (в) – показана схема метода иммунопреципитации, в котором присутствие разветвленных цепей детектируется последовательным иммуноблоттингом, ЖХ и МС (табл. 1).

Скачать (146KB)
Метаданные
3. Рис. 2. (а) – В данной методике к образцу с субстратом добавляют деубиквитиназы, в результате чего происходит отщепление убиквитиновых цепей от субстрата с последующей их визуализацией методом масс-спектрометрии; (б–г) – представлены варианты масс-спектрометрических подходов, в которых использовано расщепление трипсином (б, в) и разделение убиквитиновых цепей в зависимости от их способа ветвления (б–г) (табл. 1). Частично заимствовано из работ [19], [82], [90–94].

Скачать (226KB)
Метаданные
4. Рис. 3. (а) – В данной методике происходит убиквитинирование радиоактивно меченым убиквитином с последующим нанесением на ПААГ, вырезанием из геля, обработкой трипсином и разделением на масс-спектрометрии в соответствии с изотопным составом; (б) – представлена комбинация методов ЖХ и тандемной-масс-спектрометрии, в результате которой становится возможной идентификация убиквитиновых цепей; (в) – в этом случае к флуоресцентно меченым убиквитиновым цепям присоединяется белковая метка GST, впоследствии пробу наносят на ПААГ и выявляют флуоресцентным сканированием (табл. 1). Частично заимствовано из работы [95].

Скачать (204KB)
Метаданные
5. Рис. 4. (а) – Схема методики PRIME, примененной в работе Kudriaeva et al. [7]. Показана синхронная экспрессия резоруфин-лигазы и белка интереса, а также обработка клеток резоруфином; (б) – схема профилирования стабильности убиквитина у млекопитающих [7]. Стабильные линии клеток HEK293T с одновременной экспрессией вариантов LAP-UbK0 с заменой R на K и TagBFP-LplA(AAG), смешанные в равном соотношении, обрабатывали резоруфином, инкубировали с DMSO или ингибитором протеасомы в течение 2 ч и далее фракционировали с применением проточной цитометрии. Фракции клеток с разным соотношением флуоресценции TagBFP и резоруфина подвергали ПЦР для амплификации геномного кластера, кодирующего соответствующий вариант убиквитина, и далее NGS-секвенированию. Показан график зависимости распространенности вариантов убиквитина от их стабильности. Сокращения: гДНК – геномная ДНК.

Скачать (457KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Кристаллическая структура K6-связанного диубиквитина как пример гомотипических цепей K6 (PDB: 2XK5). Показана изопептидная связь между остатком K6 проксимального убиквитина и C-концом аксиального.

Скачать (150KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Кристаллическая структура K11-связанного диубиквитина как пример гомотипических цепей K11 (PDB: 2MBQ). Показана изопептидная связь между остатком K11 аксиального убиквитина и C-концом проксимального.

Скачать (145KB)
Метаданные
8. Рис. 7. Кристаллическая структура K27-связанного диубиквитина (PDB: 5J8P) как пример гомотипических цепей K27. Показаны остаток K27 аксиального убиквитина и C-конец проксимального.

Скачать (137KB)
Метаданные
9. Рис. 8. Кристаллическая структура K29-связанного диубиквитина (PDB: 4S22) как пример гомотипических цепей K29. Показаны остаток K29 аксиального убиквитина и C-конец проксимального.

Скачать (119KB)
Метаданные
10. Рис. 9. Кристаллическая структура K33-связанного диубиквитина (PDB: 4XYZ) как пример гомотипических цепей K33. Показана изопептидная связь между остатком K33 аксиального убиквитина и C-концом проксимального.

Скачать (133KB)
Метаданные
11. Рис. 10. Кристаллическая структура K48-связанного диубиквитина (PDB: 3AUL) как пример гомотипических цепей K48. Показаны остаток K48 аксиального убиквитина и C-конец проксимального.

Скачать (153KB)
Метаданные
12. Рис. 11. Кристаллическая структура K63-связанного диубиквитина (PDB: 2JF5) как пример гомотипических цепей K63. Показаны остаток K63 аксиального убиквитина и C-конец проксимального.

Скачать (108KB)
Метаданные
13. Рис. 12. Разветвленные К11/К48 (PDB: 6OQ1) (а) и К48/К63 цепи (PDB: 7NPO) (б).

Скачать (184KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024