In vitro cell-based Hyperurecemia-hemotest bioassay for evaluation of cytokine status of patients with gouty arthritis



Cite item

Full Text

Abstract

Aim. To develop an in vitro method for assessing the activity of the inflammasome under conditions of hyperuricemic stimulation of inflammatory interleukins.

Material and methods. Whole blood cells of donors diluted with RPMI were cultured in vitro in the presence of different concentrations of uric acid. The production of cytokines in the cell growth media of hematopoietic cells stimulated with uric acid was evaluated using an enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA).

Results. Simulating the hyperuricemia in vivo, an in vitro cell-based bioassay was developed to stimulate blood cells of individual donors with uric acid. Using the developed in vitro Hyperuricemia-hemotest bioassay, quantitative differences were found in the production of inflammatory cytokines by the blood cells of potentially healthy donors and patients with hyperuricemia and gouty arthritis.

Conclusion. As a new approach in personalized diagnostics, a hyperuricemic (HU)-hemotest system was developed, which can serve as an in vitro cell model for studying the activation of inflammasome by inflammatory signaling molecules. Using this test-system, it was shown that in vitro blood cells of patients sensitized under in vivo conditions with factors specific for hyperuricemia and gouty arthritis react differently to the presence of uric acid than cells of potentially healthy donors.

Full Text

Введение

            Подагра – системное заболевание, характеризующееся отложением кристаллов моноурата натрия (МУН) и образованием тофусов [1]. Острый подагрический артрит обычно начинается с внезапной острой боли. Характерно поражение плюснефалангового сустава большого пальца стопы (что и носит название "подагра"). Тофусы внутри и вне суставов могут ограничивать объем движений и вызывать деформации, приводя к развитию хронического подагрического артрита. Данная патология часто развивается у лиц с повышенным уровнем мочевой кислоты в сыворотке крови, так называемой гиперурикемией (ГУ). Хотя ГУ при отсутствии подагры часто описывается как «бессимптомная» последние исследования указывают на тесную связь ГУ и риском развития артериальной гипертензии, почечной недостаточности [2] и сердечно-сосудистых заболеваний [3-5]. Мочевая кислота является конечным продуктом метаболизма пуринов в организме человека и синтезируется преимущественно в печени, кишечнике и эндотелии сосудов [6]. Уровень мочевой кислоты в сыворотке, превышающий 420 мкМ официально считается ГУ. При этом часто у женщин до менопаузы МК ≤360 мкМ и после менопаузы МК повышается до концентраций, наблюдаемых у мужчин. Для детей и подростков МК считается нормой при концентрации ≤330 мкМ [7]. В водных растворах при концентрации 420 мкМ соли мочевой кислоты из растворимой формы переходят в кристаллическую, однако порог растворимости уратов в плазме значительно повышен, и их концентрации могут достигать >600 мкМ без образования кристаллов. Острый приступ подагры всегда ассоциирован с выпадением кристаллов мочевой кислоты в полость сустава. Эпидемиологические данные указывают на тесную связь между ГУ и риском развития подагры [8]. Однако накопленные клинические данные свидетельствуют о том, что эта зависимость не линейна [9, 10]. Более того, отложение кристаллов мочевой кислоты обнаруживается в суставном хряще у пациентов без эпизодов  подагрического артрита [11]. Объяснение может лежать в плоскости индивидуальной чувствительности инфламмасомы, ответственной за синтез воспалительных интерлейкинов, которая активируется под воздействием гиперурикемии. Поэтому низкая чувствительность инфламмасомы вполне может объяснять бессимптомное накопление солей мочевой кислоты в суставных тканях. С другой стороны, атаки подагрического артрита всегда обусловлены синтезом воспалительных цитокинов. Высокие уровни цитокинов 1β (IL-1β), IL-6 и TNF-α найдены в синовиальной жидкости больных с подагрическим артритом в период обострения [12]. Повышенные уровни цитокинов IL-6 и TNF-α были обнаружены также в плазме больных  с подагрой в период обострения , но не у больных с подагрой в фазе ремиссии [13]. Исследования по сравнению уровней цитокинов IL-1β, IL-6, IL-8, IL-17А, IL-18, IL-22 и IL-23 в сыворотке крови и клиническими проявлениями подагры обнаружили прямую корреляцию только в отношении IL-18 и очень незначительное увеличение IL-6 было зарегистрировано в сыворотке больных, имеющих тофусную форму подагры [14]. Повышенные значения IL-18 и IL-17A были найдены в сыворотках больных с подагрическим артритом [15]. Интересно, что у больных подагрой в сыворотке не обнаруживается высокий уровень IL-1β [13, 14]. Тем не менее существует достаточное количество клинических доказательств о ключевой роли IL-1β в развитии подагры. Клинические исследования ингибиторов IL-1β продемонстрировали эффективность в борьбе с воспалительным процессом при подагре [16].

            В настоящее время подагрический артрит рассматривается как системное воспалительное заболевание, вызванное активацией инфламмасомы NLRP3 (NOD-подобного рецепторного белка 3 [17, 18]. Инфламмасомы представляет собой многомолекулярные комплексы, которые создаются в цитоплазме клеток в ответ на клеточное повреждение и инфекции [19]. Общепринятая 2-сигнальная система активации инфламмасомы NLRP3 продемонстрирована на рисунке 1. Только комбинация 2-х сигналов опосредует и индуцирует серию каскадных реакций подагрического воспаления при участии гемопоэтических клеток – макрофагов, моноцитов и нейтрофилов [14, 17, 20, 21]. Природа данных сигналов до конца не установлена. Считается, что Сигнал 1 сенсибилизирует клетки через PRR-паттерн-распознающие рецепторы (priming) и только после сенсибилизации клеток Сигнал 2 (в частности, мочевая кислота) вызывает активацию инфламмасомы NLRP3. Изначально считалось, что мочевая кислота вызывает воспаление через активацию инфламмасом NLPR3 только вследствие формирования кристаллов [22]. Позднее было продемонстрировано, что растворимая форма мочевой кислоты, проникая в клетки через специальные транспортеры может также активировать инфламмасому NLPR3, вызывая высвобождение медиаторов воспаления [18]. Сигнал 1 обеспечивает транскрипцию компонентов инфламмасомы, про-caspase 1 и про-IL-1β через активацию транскрипционного фактора NF-kB. Надо отметить, что в отличие от IL-1β транскрипция IL-18 имеет конститутивный характер и значит мРНК IL-18 всегда находится в наличие для синтеза белковых форм IL-18 [23, 24]. Только при наличии 2-х сигналов идет образование Gasdermin-D – регулируемых мембранных пор и высвобождение зрелых форм интерлейкинов IL-1β и IL-18 в окружающую среду, что имеет решающее значение для инициирования острой воспалительной реакции при обострении подагры.

 

            Активаторами инфламмасомы NLRP3 могут быть вирусы, бактерии, грибки, токсины, АТФ, частицы кристаллов квасцов, кремниевой кислоты, асбеста, холестерина, мочевая кислота в растворимой и кристаллической форме, химические раздражители, УФ-свет В-диапазона, амилоид-β и амилин островков поджелудочной железы [25-27]. Учитывая разнообразную природу активаторов NLRP3, было высказано предположение, что не все активаторы непосредственно связываются с инфламмасомой [28]. Большинство из них, вероятно, действует посредством выделения или модификации общего медиатора, который и является истинным лигандом NLRP3, природа которого остается пока неизвестной. В существующей на настоящий день модели активации инфламмасомы NLRP3 мочевой кислоте отводится роль Сигнала 2, а природа Сигнала 1, который сенсибилизирует (priming) клетки еще до конца не выяснена. Мы предположили, что клетки крови от пациентов с ГУ уже сенсибилизированы в условиях in vivo Сигналом 1 и могут быть использованы в качестве персонифицированной клеточной тест-системы in vitro с добавлением контролируемой концентрации Сигнала 2 (мочевой кислоты) для выявления индивидуальной картины продукции воспалительных цитокинов. Традиционно анализ стимуляции цитокинов in vitro выполняется на изолированных мононуклеарных клетках периферической крови (PBMC). В предыдущей работе нами была продемонстрирована донор-специфическая продукция цитокинов мононуклеарными клетками крови in vitro под влиянием иммуномодуляторов [29]. Однако, выделение PBMC является трудоемким процессом, что ограничивает возможность обработки большого количества образцов, необходимых для масштабированной диагностики. Кроме этого, в процессе выделения PBMC идет потеря как сигнальных молекул воспаления, так и клеточных популяций. При подагре, которая характеризуется системными признаками воспаления, клеточные источники медиаторов воспаления еще не охарактеризованы должным образом. В последние годы в диагностике наблюдается тенденция к использованию цельной крови для ex vivo стимуляции продукции цитокинов, что более точно имитирует физиологические условия in vivo по сравнению с методами, которые требуют изоляции PBMC [30]. Т.к. физиологические концентрации некоторых цитокинов в цельной крови могут быть достаточно высокими и, чтобы снизить их эффект воздействия на стимуляцию клеток in vitro мы посчитали целесообразным использовать разбавленную кровь доноров питательной средой RPMI, предназначенной для культивирования клеток in vitro. Использование разбавленной крови доноров позволяет максимально сохранить популяционный набор гемопоэтических клеток, которые уже сенсибилизированы Сигналом 1 in vivo и при этом снизить уровень содержания сигнальных молекул 2. В данной работе мы провели скрининг провоспалительных цитокинов в сыворотке доноров и отработали условия индукции данных цитокинов in vitro при высоком содержании мочевой кислоты, используя гемопоэтические клетки индивидуальных доноров.

 

Цель исследования

            Учитывая важную роль цитокинов в развитии подагрического артрита целью настоящего исследования было провести скрининг провоспалительных цитокинов в сыворотке индивидуальных доноров, отработать in vitro условия стимуляции активности инфламмасомы NLRP3 с использованием мочевой кислоты и выяснить, продукция каких провоспалительных цитокинов может быть индуцирована в условиях in vitro высоким содержанием мочевой кислоты.

Материал и методы

            Материалом для исследования послужили образцы крови потенциально здоровых лиц из Самарской областной клинической станции переливания крови (ГБУЗ «СОКСПК») и образцы крови пациентов с гиперурекемией и диагнозом подагрический артрит из Клиник Самарского Государственного Медицинского Университета (Клиники СамГМУ). В рамках проведения исследования была оформлена разрешительная документация Биоэтического комитета СамГМУ (протокол №215 от 20.01.2021 г.). В 100% эпизодов ГБУЗ «СОКСПК» это были лица мужского пола. Пациенты из клиник СамГМУ были обоего пола. Характеристики пациентов с подагрическим артритом представлены в таблице 1.

Таблица 1. Характеристика пациентов с подагрическим артритом из клиник СамГМУ

№ пациента

П МК 372.12

П МК 375.8

П МК 450

П МК 519

П МК 620

Пол

Жен.

Жен.

Жен.

Муж.

Муж.

Возраст

68

66

63

47

43

Диагноз

Подагрический артрит, обострение

Подагрический артрит, обострение

Подагрический артрит, обострение

Подагрический артрит, обострение

Подагрический артрит, обострение

МК сыворотки, мкмоль/л

372.12

375.8

450

519

620

Количество деформированных суставов

0

0

3

2

2

Table 1. Profiling of patients with gouty arthritis from the clinic of the Samara State Medical University

            Отбор участников исследования из реестра доноров ГБУЗ «СОКСПК» производили рандомизировано. Каждый участник подписал добровольное информированное согласие на обработку персональных данных, а также на передачу биологического материала (венозной крови) в рамках проводимого исследования. Венозную кровь забирали в вакуумные пробирки с ЭДТА (Kometaline, Россия). Процедуру проводили утром натощак. Вакутейнеры с кровью хранили при комнатной температуре не более 4-х часов после забора крови. Для определения цитокинового статуса доноров изучали продукцию цитокинов IL-1β, IL-6, IL-18 и TNF-α в сыворотке доноров.

            Приготовление растворимой мочевой кислоты (99+%, Thermo Fisher Scientific, США) проводили как описано в статье [18]. Исходный раствор мочевой кислоты (сток) был приготовлен следующим образом: 60 мг мочевой кислоты растворили в 70 мл дистиллированной воды, прогретой до 30°С. Затем с помощью 0.5 М NaOH раствор довели до рН 7.3. Конечная концентрация мочевой кислоты в 100 мл составляла 3.5 мМ. Раствор профильтровали через 0.22 микронный фильтр и аликвоты хранили в стерильных флаконах. В день эксперимента сток раствор мочевой кислоты прогревали до 37°С и разводили прогретой питательной средой RPMI (Биолот, Россия), содержащей 50 ед/мл пенициллина и 50 мкг/мл стрептомицина (Биолот, Россия). В поляризованном свете микроскопа кристаллы не были обнаружены ни в исходном 3.5 мМ растворе, ни в питательной среде, содержащей 1 мМ мочевой кислоты (данные не представлены).

            Дизайн исследования. Цельную кровь доноров разводили питательной средой RPMI, содержащей 50 ед/мл пенициллина и 50 мкг/мл стрептомицина (Биолот, Россия). 200 мкл аликвоты 10-кратно разбавленной крови с добавленной мочевой кислотой в концентрации 0.5 и 1 мМ разливали по лункам 96-луночного планшета (TPP, Швейцария) в множественных репликах. Планшеты инкубировали при 37°С и 5% СО2 в течение 16±4 часов. При оценке цитокинового статуса пациентов с острой формой подагры использовали 5-тикратно разбавленную кровь с добавленной мочевой кислотой в концентрации 1 мМ и полученные образцы разливали по 200 мкл на лунку в 96-луночный планшет (Biofil, Китай). Планшеты инкубировали при 37°С и 5% СО2 в течение 22±4 часов. Через указанное время проводили отбор 100 мкл культуральной среды в 1.5 мл микропробирки, которые замораживали при -20°С для иммуноферментного анализа (ИФА).

            Иммуноферментный анализ (ИФА). Образцы сывороток и культуральной среды клеток анализировали в соответствии с инструкциями производителя ИФА Вектор-Бест (ООО Вектор, РФ). Чувствительность ИФА составляла 1; 0.5; 2 и 1 пг/мл для IL-1β, IL-6, IL-18, и TNF-α, соответственно.

Результаты и обсуждение

            Обычно, для оценки цитокинового статуса больного исследуют уровень цитокинов в сыворотке или плазме. Для начала мы провели скрининг провоспалительных цитокинов в сыворотках доноров. Выбор был сделан в пользу нескольких провоспалительных молекул IL-1β, IL-6, IL-18 и TNF-α, которые описаны в литературе как принимающие участие в патогенезе подагры. Согласно опубликованным данным средний уровень IL-1β, IL-6, IL-18 и TNF-α в сыворотках составлял 3,6±1,01; 4,7±0,84; 267,1±14,63; и 1,2±0,13, соответственно [31]. Анализ цитокинов в сыворотках здоровых доноров (Самарский центр переливания крови) с помощью ИФА (Вектор-бест) продемонстрировал предельно низкие значения IL-1β и TNF-α на уровне порога детекции ИФА, а также показал донор-специфичное содержание цитокинов IL-6 и IL-18 (рисунок 2А). Примечательно, что уровни инфламмасом-регулируемых цитокинов IL-1β и IL-18 в сыворотке крови доноров кардинально отличались: ИЛ-1β присутствовал в минимальных количествах (<10 пикограммы/мл), а концентрация IL-18 достигала 200 пг/мл.

 

            По-видимому, это связано с конститутивной экспрессией IL-18 гена и альтернативными путями регуляции синтеза зрелых форм цитокина IL-18 [24, 32]. Нашей задачей было отработать in vitro стимуляцию клеток крови мочевой кислотой имитируя условия ГУ. Учитывая, что формирование кристаллов in vivo возможно при сывороточном уровне МК >420-600 мкмоль/л, нами были выбраны две концентрации мочевой кислоты: 0.5 мМ, что соответствует ГУ и 1 мМ, что соответствует предельно высокой концентрации мочевой кислоты при которой возможно образование кристаллов. Однако, анализ среды RPMI, содержащей 1 мМ мочевой кислоты, в поляризационном свете микроскопа не обнаруживал кристаллы (данные не показаны). Чтобы быть уверенным, что концентрации мочевой кислоты соответствуют добавленным был выбран донор с пограничным показателем мочевой кислоты в сыворотке 392.1 мкмоль/л и определены концентрации мочевой кислоты в культуральной среде 10-кратно разбавленной крови данного донора с добавленной мочевой кислотой в конечной концентрации 0.5 и 1 мМ (таблица 2). Результаты анализа мочевой кислоты в культуральной среде 10-тикратно разбавленных клеток крови донора сопоставимы с добавленным количествам мочевой кислоты.

 

 

Сыворотка донора

10х разбавленная кровь донора

Добавленная МК (мкмоль/л) 

0

0

535

1075

Результаты анализа МК (мкмоль/л)

392.1

43.1

607,3

916,8

Таблица 2. Концентрация мочевой кислоты (МК) в сыворотке и культуральной среде клеток донора. Кровь донора с показателем МК в сыворотке 392.1 мкмол/л была 10-кратно разбавлена средой RPMI, содержащей 0, 535, и 1075 мкмоль/л МК и затем концентрация МК в культуральной среде была определена с помощью анализатора крови BM/Hitachi 902

Table 2. The concentration of uric acid (UA) in the serum and cell growth medium of donor cells. Donor blood with a serum UA of 392.1 µmol/L was diluted 10-fold with RPMI medium containing 0.535 and 1075 µmol/L UA and then the concentration of UA in the cell growth medium was determined using a BM/Hitachi 902 blood analyzer

            Используя отработанные условия in vitro с добавлением 0.5 и 1 мМ мочевой кислоты в культуральную среду клеток, были проведены пилотные эксперименты по оценке продукции воспалительных цитокинов клетками крови доноров, у которых показания мочевой кислоты в сыворотке варьировали от нормальных (232.4 мкмоль/л) до соответствующих ГУ (454.1 мкмоль/л).  Значения мочевой кислоты в сыворотке доноров указаны в идентификационном номере доноров 232.4, 387.9 и 454.1 мкмоль/л, соответственно. Результаты ИФА продемонстрировали фоновые показатели присутствия TNF-α в культуральной среде клеток крови доноров, инкубированных в присутствии повышенных концентраций мочевой кислоты (0.5 и 1 мМ). Чувствительность иммуноферментного анализа ИФА (Вектор-Бест) для TNF-α составляла 1 пг/мл.   И хотя TNF-α концентрация в культуральной среде росла с увеличением концентрации мочевой кислоты значения TNF-α варьировали в пределах 5-10 пг/мл, что недостаточно для диагностически значимой достоверности результатов, учитывая донор специфические вариации (рисунок 2Б). При анализе продукции инфламмасом-регулируемого цитокина IL-1β мы столкнулись с проблемой существенной количественной вариабельности результатов, что требует более доскональных исследований (данные не приведены).

            Клетки крови тех же доноров продуцировали значительные количества (сотни пикограмм на мл) провоспалительных цитокинов IL-6, IL-18 в ответ на повышенные концентрации мочевой кислоты в культуральной среде (рисунок 3).

 

            При этом мочевая кислота в концентрации 0.5 мМ не вызывала существенных изменений в продукции интерлейкинов IL-6, IL-18 (рисунок 3) и только в присутствии 1 мМ мочевой кислоты наблюдался выраженный стимулирующий эффект на продукцию данных цитокинов клетками крови доноров. Наиболее существенное 30-40-кратное увеличение продукции наблюдалось для инфламмасом-регулируемого цитокина IL-18, что делает его потенциальном маркером для анализа пациентов с ГУ. Интересно, что при оценки воспалительных цитокинов IL-6 в тех же образцах культуральных сред наблюдался обратный эффект продукции данного цитокина по сравнению с IL-18. В образцах клеток крови пациента с высоким содержанием мочевой кислоты 454.1 наблюдалось минимальная продукция IL-6. ИЛ-6 описан как цитокин значения которого повышены в плазме больных подагрой в период обострения, но не у пациентов с подагрой в период ремиссии [13]. Нас заинтересовал эффект обратной корреляции продукции ИЛ-18 и ИЛ-6 при in vitro стимуляции мочевой кислотой клеток крови доноров. Были выбраны пациенты с подагрическим артритом в период обострения и проведен in vitro анализ продукции ИЛ-18 и ИЛ-6 клетками крови данных пациентов в сравнении с потенциально здоровыми донорами (рисунок 4). При клиническом обострении подагры продукция ИЛ-6 в культуральную среду клетками пациентов (П МК) была снижена, в то время как клетки потенциально здоровых доноров продолжали вырабатывать ИЛ-6 (Д, рисунок 4А). Анализ этих же культуральных сред показал активность клеток пациентов с подагрическим артритом в период обострения вырабатывать повышенные количества ИЛ-18 в присутствии мочевой кислоты (рисунок 4Б), что находится в соответствии с литературными данными о повышенном содержании ИЛ-18 в сыворотках больных с острой формой подагры.

 

            Несмотря на пилотные исследования с маленькой выборкой пациентов можно сказать, что эти результаты подтверждают наше предположение, что in vivo сенсибилизированные Сигналом 1 клетки крови больных подагрой реагируют на стимуляцию мочевой кислотой иначе, чем клетки крови здоровых доноров.

            Разработанная ГУгемотест-система in vitro для анализа ГУ стимулированной активности инфламмасом пациентов является более адекватной моделью, чем цельная кровь или сыворотка т.к. используются уже in vivo сенсибилизированные Сигналом 1 клетки крови пациентов, природа которого до конца не выяснена и в культуральную среду можно подобрать четко заданные концентрации мочевой кислоты (Сигнал 2) и таким образом оптимизировать экспериментальные условия in vitro. Сывороточные значения большинства цитокинов находятся на границе уровня детекции и их накопление в сыворотке зависит от многих факторов. ГУгемотест-система позволяет увеличить уровень детекции цитокинов по сравнению с сывороткой и при этом четко контролировать концентрацию сигнальных молекул, характерных для того или иного заболевания. Недостатком данного подхода является чувствительность клеток к изменениям температуры, состава питательной среды, производителю планшетов и ИФА, что влияет на количественные значения цитокинов. В частности, с такой проблемой мы столкнулись при анализе продукции инфламмасомного цитокина ИЛ-1 (данные не приведены). Разрешить проблему количественных вариаций поможет нахождение закономерной корреляции в продукции нескольких цитокинов при равных условиях. Тогда после масштабированного исследования пациентов можно ввести индексы корреляции, характерные для той или иной патологии.

            Выраженный эффект обратной корреляции между продукцией инфламмасомного интерлейкина ИЛ-18 и цитокина широкого спектра действия ИЛ-6 клетками крови пациентов с ГУ (включая больных с подагрическим артритом в период обострения) в условиях in vitro представляет собой особый научный интерес и требует дальнейших более масштабированных исследований в рамках создания ГУгемотест-системы для персонифицированной диагностики.

Выводы

            В рамках создания персонифицированной клеточной тест системы разработаны in vitro условия стимуляции мочевой кислотой клеток крови от индивидуальных доноров.   Показано, что разработанная ГУгемотест-система, основанная на использовании разведенной питательной средой крови индивидуальных доноров, может служить адекватной клеточной моделью in vitro для изучения влияния сигнальных молекул воспаления. Результаты анализа ГУгемотест-системы in vitro с использованием разбавленной крови  потенциально здоровых доноров и пациентов, клетки которых были сенсибилизированы в условиях in vivo к присутствию специфичных факторов, характерных для подагры, показали различия в продукции цитокинов ИЛ-18 и ИЛ-6, что может быть использовано для прогнозирования развития не только подагры, но и других патологий в персонифицированной диагностики.

×

About the authors

Natalya Ossina

Samara State Medical University

Author for correspondence.
Email: n.k.osina@samsmu.ru
ORCID iD: 0000-0002-0444-8174

PhD, scientific researcher

Russian Federation

Larissa Volova

FSBEI HE SamSMU MOH Russia

Email: l.t.volova@samsmu.ru
ORCID iD: 0000-0002-8510-3118

д.м.н., профессор, директор НИИ «Биотех» СамГМУ

Russian Federation, 443099, Российская Федерация, г. Самара, ул. Чапаевская, 89

Evgenij Pugachev

Email: e.i.pugachev@samsmu.ru

Tatianna Starikova

Email: t.v.starikova@samsmu.ru

Lebedev Petr

Email: p.a.lebedev@samsmu.ru

Irina Shafieva

Email: i.a.shafieva@samsmu.ru

Sergej Kuznetsov

Email: s.i.kuznecov@samsmu.ru

Oksana Gusyakova

Email: o.a.gusyakova@samsmu.ru

Galina Svetlova

Email: g.n.svetlova@samsmu.ru

References

  1. Lebedev PA, Garanin AA, Novichkova NL. Pharmacotherapy of gout – modern approaches and prospects. Sovrem Revmatol. 2021;15(4):107-112. (In Russ.) [Лебедев П.А., Гаранин А.А., Новичкова Н.Л. Фармакотерапия подагры – современные подходы и перспективы. Современная ревматология. 2021;15(4):107-112]. doi: 10.14412/1996-7012-2021-4-107-112.
  2. Roumeliotis A, Dounousi E., Eleftheriadis T, et al. Dietary antioxidant supplements and uric acid in chronic kidney disease: a review. Nutrients. 2019;11(8):1911. doi: 10.3390/nu11081911.
  3. Bos MJ, Koudstaal PJ, Hofman A, Witteman JCM, Breteler MMB. Uric acid is a risk factor for myocardial infarction and stroke: The Rotterdam Study. Stroke. 2006;37(6):1503-1507. doi: 10.1161/01.STR.0000221716.55088.d4.
  4. Kim K, Kang K, Sheol H, et al. The Association between Serum Uric Acid Levels and 10-Year Cardiovascular Disease Risk in Non-Alcoholic Fatty Liver Disease Patients. Int J Environ Res Public Health. 2022;19(3). doi: 10.3390/ijerph19031042.
  5. Duan X, Ling F. Is uric acid itself a player or a bystander in the pathophysiology of chronic heart failure? Med Hypotheses. 2008;578-581. doi: 10.1016/j.mehy.2007.06.018.
  6. Yanai H, Adachi H, Hakoshima M, Katsuyama H. Molecular biological and clinical understanding of the pathophysiology and treatments of hyperuricemia and its association with metabolic syndrome, cardiovascular diseases and chronic kidney disease. Int J Mol Sci. 2021;22(17). doi: 10.3390/ijms22179221.
  7. Feig DI, Johnson RJ. Hyperuricemia in childhood primary hypertension. Hypertension. 2003;42(3):247-252. doi: 10.1161/01.HYP.0000085858.66548.59.
  8. Stamp L, Dalbeth N. Screening for hyperuricaemia and gout: A perspective and research agenda. Nature Reviews Rheumatology. 2014;10(12):752-756. doi: 10.1038/nrrheum.2014.139.
  9. Bhole V, De Vera M, Rahman MM, et al. Epidemiology of gout in women: Fifty-two-year followup of a prospective cohort. Arthritis Rheum. 2010;62(4):1069-1076. doi: 10.1002/art.27338.
  10. Richette P, Doherty M, Pascual E, et al. 2018 updated European League against Rheumatism evidence-based recommendations for the diagnosis of gout. Ann Rheum Dis. 2020;79(1):31-38. doi: 10.1136/annrheumdis-2019-215315.
  11. Shiozawa A, Szabo SM, Bolzani A, et al. Serum uric acid and the risk of incident and recurrent gout: A systematic review. J Rheumatol. 2017;44(3):388-396. doi: 10.3899/jrheum.160452.
  12. Scanu A, Oliviero F, Ramonda R, et al. Cytokine levels in human synovial fluid during the different stages of acute gout: Role of transforming growth factor β1 in the resolution phase. Ann Rheum Dis. 2012;71(4):621-624. doi: 10.1136/annrheumdis-2011-200711.
  13. Jiang X, Li M, Yang Q, et al. Oxidized Low Density Lipoprotein and Inflammation in Gout Patients. Cell Biochem Biophys. 2014;69(1):65-69. doi: 10.1007/s12013-013-9767-5.
  14. Cavalcanti NG, Marques CDL, Lins TU, et al. Cytokine Profile in Gout: Inflammation Driven by IL-6 and IL-18? Immunol Invest. 2016;45(5):383-395. doi: 10.3109/08820139.2016.1153651.
  15. Verma AK, Hossain MS, Ahmed SF, et al. In silico identification of ethoxy phthalimide pyrazole derivatives as IL-17A and IL-18 targeted gouty arthritis agents. J Biomol Struct Dyn. 2022; 1-15. doi: 10.1080/07391102.2022.2071338.
  16. Tran AP, Edelman J. Interleukin-1 inhibition by anakinra in refractory chronic tophaceous gout. Int J Rheum Dis. 2011;14(3):33-37. doi: 10.1111/j.1756-185X.2011.01629.x.
  17. So AK, Martinon F. Inflammation in gout: Mechanisms and therapeutic targets. Nat Rev Rheumatol. 2017;13(11):639-647. doi: 10.1038/nrrheum.2017.155.
  18. Braga TT, Forni MF, Correa-Costa M, et al. Soluble Uric Acid Activates the NLRP3 Inflammasome. Sci Rep. 2017;7:1-14. doi: 10.1038/srep39884.
  19. Spel L, Martinon F. Inflammasomes contributing to inflammation in arthritis. Immunol Rev. 2020;294(1):48-62. doi: 10.1111/imr.12839.
  20. Cavalcanti NG, Bodar E, Netea MG, et al.Crystals of monosodium urate monohydrate enhance lipopolysaccharide-induced release of interleukin 1-β by mononuclear cells through a caspase 1-mediated process. Ann Rheum Dis. 2016;68(2):273-278. doi: 10.1136/ard.2007.082222.
  21. Malyshev IY, Pihlak AE, Budanova OP. Molecular and Cellular Mechanisms of Inflammation in Gout. Patogenez. 2019;17(4):4-13. (In Russ.) [Малышев И. Ю., Пихлак А. Э., Буданова О. П. Молекулярные И Клеточные Механизмы Воспаления При Подагре. Патогенез. 2019;17(4):4-13]. doi: 10.25557/2310-0435.2019.04.4-13.
  22. Martinon F, Pétrilli V, Mayor A, et al. Gout-associated uric acid crystals activate the NALP3 inflammasome. Nature. 2006;440(7081):237-241. doi: 10.1038/nature04516.
  23. Prencipe G, Bracaglia C, De Benedetti F. Interleukin-18 in pediatric rheumatic diseases. Curr Opin Rheumatol. 2019;31(5):421-427. doi: 10.1097/BOR.0000000000000634.
  24. Kaplanski G. Interleukin-18: Biological properties and role in disease pathogenesis. Immunol Rev. 2018;281(1):138-153. doi: 10.1111/imr.12616.
  25. Takahashi M. NLRP3 inflammasome as a novel player in myocardial infarction. Int Heart J. 2014;55(2):101-105. doi: 10.1536/ihj.13-388.
  26. Duewell P, Kono H, Rayner KJ, et al. Activated By Cholesterol Crystals That Form Early in Disease. Nature. 2010;464(7293):1357-1361. doi: 10.1038/nature08938.NLRP3.
  27. Liu W, Yin Y, Zhou Z, et al. OxLDL-induced IL-1beta secretion promoting foam cells formation was mainly via CD36 mediated ROS production leading to NLRP3 inflammasome activation. Inflamm Res. 2014;63(1):33-43. doi: 10.1007/s00011-013-0667-3.
  28. Pirozhkov SV, Litvitskiy PF. Inflammasomal diseases. Immunologiya. 2018;39(2):158-165. (In Russ.) [Пирожков С.В., Литвицкий П.Ф. Инфламмасомные болезни. Иммунология. 2018;39(2):158-165]. doi: 10.18821/0206-4952-2018-39-2-3-158-165.
  29. Volova LT, Osina NK, Kuznetsov SI, et al. Donor-specific production of cytokines by blood cells under the influence of immunomodulators: New aspects of a personalized approach in medicine. Sci Innov Med. 2022;7(4):250-257. (In Russ.) [Волова Л.Т., Осина Н.К., Кузнецов С.И., и др. Донор-специфичная продукция цитокинов клетками крови под влиянием иммуномодуляторов: новые аспекты персонифицированного подхода в медицине. Наука и инновации в Медицине. 2022;7(4):250-257]. doi: 10.35693/2500-1388-2022-7-4-250-257.
  30. Damsgaard CT, Lauritzen L, Calder PC, et al. Whole-blood culture is a valid low-cost method to measure monocytic cytokines - A comparison of cytokine production in cultures of human whole-blood, mononuclear cells and monocytes. J Immunol Methods. 2009;340(2):95-101. doi: 10.1016/j.jim.2008.10.005.
  31. Zaitseva GA, Vershinina OA, Matrokhina OI, et al. Cytokine status of blood donors and its components. Fundamental'nye issledovaniya. 2011;3:61-65. (In Russ.) [Зайцева Г.А., Вершинина О.А., Матрохина О.И., и др. Цитокиновый статус доноров крови и ее компонентов. Фундаментальные исследования. 2011;3:61-65].
  32. Miyazawa H, Wada T. Immune-mediated inflammatory diseases with chronic excess of serum interleukin-18. Front Immunol. 2022;13(July):1-14. doi: 10.3389/fimmu.2022.930141.

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download

Copyright (c) Ossina N., Volova L., Pugachev E., Starikova T., Petr L., Shafieva I., Kuznetsov S., Gusyakova O., Svetlova G.

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.
СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС77-65957 от 06 июня 2016 г.


This website uses cookies

You consent to our cookies if you continue to use our website.

About Cookies